Протоколы стимуляции яичников в циклах ЭКО

^♠ - торговое наименование лекарственного препарата

АМГ - антимюллеров гормон

АР - андрогеновые рецепторы

ГнРГ - гонадотропин-рилизинг-гормон

ГТ - гонадотропин

ИА - ингибитор ароматазы

ИФР - инсулиноподобный фактор роста

КАФ - количество антральных фолликулов

КОК - комбинированные оральные контрацептивы

ЛГ - лютеинизирующий гормон

мРНК - матричная рибонуклеиновая кислота

рГТ - рекомбинантный гонадотропин

РКИ - рандомизированное контролируемое исследование

рЛГ - рекомбинантный лютеинизирующий гормон

РНК - рибонуклеиновая кислота

рФСГ - рекомбинантный фолликулостимулирующий гормон

СГЯ - синдром гиперстимуляции яичников

СТГ - соматотропный гормон

СЭФР - сосудисто-эндотелиальный фактор роста

ТФР-β2 - трансформирующий фактор роста

β2 УЗИ - ультразвуковое исследование

ФРФ-2 - фактор роста фибробластов-2

ФСГ - фолликулостимулирующий гормон

ХГЧ - хорионический гонадотропин человека

ЧМГТ - человеческий менопаузальный гонадотропин

ЭКО - экстракорпоральное оплодотворение

BMP - bone morphogenetic protein (костный мopфoгeнeтичecкий протеин)

GDF9 - growth differentiation factor 9 (фактор роста и дифференцировки 9)

KL - Kit-лиганд

VEGF - vascular endothelial growth factor (сосудисто-эндотелиальный фактор роста)

В последние годы специальность «Акушерство и гинекология» характеризуется стремительным развитием вспомогательных репродуктивных технологий, прежде всего экстракорпорального оплодотворения (ЭКО). Это обусловлено высоким уровнем бесплодия, планированием беременности и деторождения в позднем репродуктивном возрасте, ростом гинекологической патологии, существенным образом влияющей на реализацию репродуктивной функции.

В сферу репродуктивной медицины вовлечено множество начинающих молодых специалистов. Это актуализирует проблему образовательной составляющей деятельности акушера-гинеколога.

Протокол ЭКО состоит из нескольких основных этапов:

По мнению авторов, стимуляция яичников и посттрансферная поддержка вызывают много вопросов и затруднений в начале практической работы. Со временем приходит понимание того, что это только небольшая часть серьезной проблемы преодоления бесплодия. Тем не менее и этот фрагмент практики требует правильного освоения.

Физиологические механизмы регуляции функции яичников достаточно полно изложены в различных отечественных учебных изданиях. Именно поэтому в данном руководстве мы кратко остановимся только на тех аспектах фолликулогенеза и оогенеза, которые имеют наибольшее клиническое значение в работе репродуктолога. Понимание ряда положений этого раздела, безусловно, потребует наличия базовых знаний биологии и генетики, без которых практическая работа в настоящее время не может быть эффективной.

Хорошо известно, что яичники покрыты эпителием, образованным одним слоем кубических клеток (мезотелием). Под ним находится белочная оболочка (tunica albuginea), состоящая из плотной соединительной ткани. Под белочной оболочкой располагается корковый слой, в глубине - мозговое вещество яичника. Фолликулы разной степени зрелости присутствуют, в основном, в корковой зоне. Между фолликулами располагается строма яичника, представленная клетками соединительной ткани (фибробластами, фиброцитами), а также соединительнотканными волокнами. Соединительная ткань (строма) составляет также основу центральной, мозговой зоны яичника, в которой находятся кровеносные, лимфатические сосуды и нервы.

Существует несколько классификаций стадий развития фолликула (Pedersen T. et al., 1968; Gougeon A., 1996; McNatty K.P. et al., 1979; Ed-son M.A. et al., 2009; Emori C. et al., 2014). Однако ни одна из них не является общепринятой, поскольку каждая имеет свои особенности, недостатки и преимущества. Одной из наиболее известных является классификация, основанная на размерах фолликулов и количестве клеток, которые входят в его состав (Pedersen T. et al., 1968). Она насчитывает 8 типов фолликулов (от I до VIII типа, полостного, в состав которого входит более 600 клеток). Классификация C. Emori и соавт. (2014) учитывает размер фолликулов и наличие в них полости (5 типов фолликулов, от примордиального до антрального, граафова). В классификациях T. Pedersen и соавт. (1968) и C. Emori соавт. (2014) не учитывается форма клеток и не определены гормонально зависимые этапы развития фолликула.

Gougeon A. (1996) выделил гормононезависимый (вступивший в рост фолликул, вторичный фолликул) и гормонозависимый периоды фолликулогенеза. Причем последний период развития включает 8 стадий развития фолликула, представленных в табл. 1.

M.A. Edson и соавт. (2009) также учитывали не только особенности строения фолликула, его роста, но и зависимость роста от гипофизарных гормонов (гормононезависимый и гормонозависимый периоды развития).

Таким образом, в соответствии с особенностями строения практически в любой классификации различают следующие типы овариальных фолликулов (они же являются последовательными стадиями их развития):

Примордиальные фолликулы образуются с 11- 12-й недели внутриутробного развития плода и состоят из ооцита 1-го порядка, окруженного одним слоем плоских клеток прегранулезы и низко организованного мезенхимального слоя текальных клеток (25-30 мкм) (рис. 1, см. цв. вклейку).

В процессе организации примордиального фолликула оогонии теряют способность к митотическому делению и вступают в профазу первого деления мейоза (Cohen P.E. et al., 2010). Формируется ооцит 1-го порядка. На этом этапе происходят важные биологические явления, специфические для половых клеток - конъюгация гомологических хромосом и кроссинговер - обмен участками между ними, что обеспечивает сбалансированную сегрегацию (расхождение) гомологичных хромосом при завершении метафазы I (Ottolini C.S. et al., 2015).

В ооцитах первого порядка формируются характерные крупные ядра - герминальные пузырьки (germinal vesicle, GV). Подобно соматическим клеткам, ооцит 1-го порядка содержит диплоидный набор хромосом (2n4c). Развитие примордиальных фолликулов приостановлено, и ооцит «арестован» в фазе покоя - диктиотене профазы первого деления мейоза вплоть до периода полового созревания, когда инициируется фаза роста примордиального фолликула (Pepling M.E. et al., 2012). К моменту формирования первичного яичника закладывается около 200-300 тыс. первичных фолликулов. Во время первого деления мейоза ооцитов число примордиальных фолликулов резко уменьшается на 90% (Pangas S.A. et al., 2006). К моменту рождения у девочки в яичнике остается около 400 фолликулов.

Овариальный резерв определяется пулом жизнеспособных гамет, произведенных задолго до того, как они вступят в фазу финального созревания и будут востребованы. Следовательно, точность и стабильность каждого этапа образования примордиального фолликула необходимы для правильного завершения оогенеза и потенциала развития будущего эмбриона, который формируется из этого ооцита.

В первичных фолликулах ооцит 1-го порядка остается в стадии диктиотены и вступает в фазу малого роста. Он окружен одним слоем клеток гранулезы уже кубической формы (рис. 2, см. цв. вклейку). Размер ооцита в первичных фолликулах увеличивается, возрастают объем его цитоплазмы и содержание органелл. При этом ядерно-цитоплазматическое соотношение не нарушается. На этой стадии в ооците происходит активный синтез всех видов рибонуклеиновой кислоты (РНК) - рибосомальных, транспортных и матричных. Все эти типы РНК синтезируются преимущественно впрок, то есть для использования уже оплодотворенной яйцеклеткой.

Вокруг ооцита формируется прозрачная оболочка - блестящая зона (zona pellucida), состоящая из четырех типов гликопротеинов (ZP1-ZP4), синтезируемая ооцитом (Gupta S.K. et al., 2009). Блестящая оболочка имеет особое функциональное значение в оплодотворении: отвечает за связывание сперматозоидов с ооцитом, индукцию акросомальной реакции, препятствует полиспермии, а также выполняет защитную функцию ооцита и раннего эмбриона в процессе развития до стадии бластоцисты. Разрыв ее (хетчинг) происходит только на 5-е сутки развития эмбриона перед имплантацией.

В цитоплазме гранулезных клеток на стороне, обращенной к ооциту, хорошо развиты аппарат Гольджи с секреторными включениями, рибосомы и полирибосомы. На поверхности клеток видны два вида микроворсинок: одни проникают в блестящую зону, а другие обеспечивают контакт гранулезных клеток друг с другом. Подобные микроворсинки имеются и на мембране ооцита. Эти межклеточные контакты, так называемые щелевые контакты, позволяют производить обмен субстратом и сигнальными молекулами между ооцитом и клетками гранулезы. Формируется гранулезно-ооцитарная связь. Фолликулярные клетки секретируют факторы роста и дифференцировки: трансформирующий фактор роста β2 (ТФРβ2), сосудисто-эндотелиальный фактор роста (СЭФР, VEGF), лептин, фактор роста фибробластов-2 [ФРФ-2 (fibroblast growth factor, FGF-2)], которые позволяют ооциту расти. Ооцит, в свою очередь, играет также важную роль в развитии фолликула: он выделяет паракринные факторы [фактор роста и дифференцировки 9 (growth differentiation factor 9, GDF9), факторы роста семейства ТФРβ], способные стимулировать пролиферацию и дифференцировку окружающих соматических (гранулезных) клеток.

Строение вторичных фолликулов характеризуется наличием ооцита 1-го порядка, окруженного уже несколькими слоями (до 8) клеток гранулезы (рис. 3, см. цв. вклейку).

На данной стадии развития формируется соединительнотканная оболочка фолликула - тека, которая разделяется на два слоя - внутренний и наружный. Во внутреннем слое располагается обширная капиллярная сеть. Клетки внутренней теки, как и клетки гранулезы, после овуляции превращаются в клетки желтого тела. Наружный слой теки содержит гладкомышечные клетки, активность которых регулируется циклическим аденозин-3?,5?-монофосфатом (цАМФ) и прогестероном. После созревания фолликула гладкомышечные клетки наружного слоя теки участвуют в овуляции. В частности, за счет их сокращения повышается давление в овулирующем фолликуле. Клетки гранулезы от клеток текальных оболочек отделяет базальная мембрана фолликула, состоящая в основном из коллагена четвертого типа и ламинина.

Постепенно в связи с усилением секреторной активности гранулезных клеток между ними формируются пространства (лакуны), где начинает скапливаться фолликулярная жидкость. Блестящая оболочка утолщается, в нее проникают микроворсинки ооцита, которые обеспечивают его тесный контакт с клетками гранулезы. При этом ооцит с окружающими его фолликулярными клетками в виде яйценосного бугорка (cumulus oophorus) смещается к одному полюсу фолликула.

Вторичный фолликул в функциональном отношении принципиально отличается от предыдущих стадий развития. Во-первых, меняется система кровоснабжения фолликула. Формирование капиллярной сети в тека-оболочке обеспечивает тесный обмен между фолликулом и общей системой гемоциркуляции. Во-вторых, в связи с усилением экспрессии рецепторов к гонадотропинам (ГТ) в гранулезных клетках фолликул становится чувствительным к их влиянию. В-третьих, постепенно начинает функционировать система синтеза половых стероидных гормонов («две клетки - два гонадотропина»). Так, в тека-клетках под действием лютеинизирующего гормона (ЛГ) происходит выработка андрогенов, а в клетках гранулезы под действием фолликулостимулирующего гормона (ФСГ) - конверсия их в эстрогены.

Третичные фолликулы формируются из вторичных. Их отличительной чертой является наличие полости (antrum folliculare, антрум) с фолликулярной жидкостью (рис. 4; рис. 5, см. цв. вклейку). В образовании фолликулярной жидкости принимает участие сосудистое окружение текального слоя. Кровеносно-фолликулярный барьер определяет состав фолликулярной жидкости. Содержание низкомолекулярных компонентов аналогично содержанию в плазме, концентрация компонентов >100 кДа, и это ниже, чем в плазме. Глюкозаминогликаны и протеогликаны способствуют осмотическому потенциалу жидкости. Гонадотропины, стероидные гормоны, факторы роста, ферменты и липопротеины также присутствуют в фолликулярной жидкости. При увеличении антрума ооцит располагается эксцентрично в составе так называемого яйценосного бугорка (cumulus oophorus). Удлиненные отростки гранулезных клеток, окружающих ооцит в составе яйценосного бугорка, связанные с блестящей оболочкой, хорошо развиты и образуют лучистый венец (corona radiata). Гранулезные клетки яйценосного бугорка и блестящей оболочки составляют единый ооцит-кумулюсный комплекс, который сопровождает ооцит во время овуляции. Во время пункции яичников получают ооцит в составе ооцит-кумулусного комплекса. Размер предовуляторного фолликула составляет 17-22 мм.

Под воздействием значительно повышающихся концентраций ГТ, факторов роста, эстрогенов ооцит 1-го порядка вступает в третью, финальную фазу оогенеза - созревание. Процесс созревания включает координацию интегрированных, но независимых друг от друга событий, происходящих в ооците. Ядерное созревание связано с возобновлением процесса деления первого мейоза (MI). Ядерная оболочка герминального пузырька разрушается, происходит смешение нуклеоплазмы с цитоплазмой, формируется веретено деления, завершается рекомбинация и происходит сегрегация гомологичных хромосом. Первое мейотическое деление завершается с уменьшением числа хромосом (1n2c) и образованием первого полярного тельца. Цитогенетические исследования показали, что превалирующее большинство нарушений хромосомной сегрегации в ооците у женщин старшего репродуктивного возраста происходят в процессе разделения и расхождения сестринских хроматид в первом мейозе (MI) (Ottolini C.S. et al., 2015). Созревание цитоплазмы протекает с изменениями локализации органелл и установлением полярности ооцита. Увеличивается число митохондрий и рибосом. Происходит изменение мембранных транспортных систем, развивающийся аппарат Гольджи расширяется и мигрирует к периферии. В цитоплазме появляются органеллы, отвечающие за запасание и экспорт материалов: мембраносвязанные пузырьки, мультивезикулярные и кристаллиновые тельца, жировые включения и гликогеновые гранулы. Все процессы клеточного цикла контролируются ключевыми факторами и происходят строго последовательно.

Сразу после завершения первого мейотического деления запускается второе мейотическое деление с остановкой цикла в метафазе II, образуется ооцит второго порядка (MII), готовый к овуляции. Возобновление второго мейотического деления (1n1c) наступает после оплодотворения и называется активацией ооцита.

Схема стадий последовательного развития фолликула представлена на рис. 6.

Развитие фолликула от примордиального до зрелого третичного, предовуляторного составляет, по разным оценкам, несколько месяцев (120-300 сут). Весь этот длительный период подразделяют на следующие этапы:

Кратко изложим ключевые моменты каждого этапа.

Первичное рекрутирование фолликулов (прегонадотрофная стадия) представляет собой преобразование примордиального фолликула в первичный. Считается, что этот процесс не зависит от эндогенной гонадотропной стимуляции, а определяется только тесным функциональным взаимодействием ооцита, гранулезных клеток и стромы яичника. Так, например, в эксперименте доказано, что первичное рекрутирование фолликулов возможно при удалении гипофиза, а также у животных, нокаутных по гену, кодирующему β-субъединицу ФСГ (Дыбан А.П. и др., 1977). У человека первичный рекрутинг выявлен также у женщин с мутациями гена FSH-рецептора.

Можем ли мы повлиять на данный этап? К сожалению, в настоящее время ответ на этот вопрос отрицательный. Первичное рекрутирование фолликулов полностью определяется внутриовариальными факторами и не зависит от действия ГТ. Сегодня даже наши знания о физиологии данного этапа остаются неполными. Представленная далее информация о механизмах первичного рекрутинга пока имеет относительное клиническое значение.

Обнаружены факторы, которые могут способствовать росту примордиального фолликула. К ним относят: костный морфогенетический протеин (bone morphogenetic protein ВMP 4/7/15), лейкемия-ингибирующий фактор (leukemia inhibitory factor, LIF); фактор роста кератиноцитов (keratino-cyte-growth factor, KGF); ФРФ-2, Kit-лиганд (KL, Kit-ligand). При этом следующие факторы препятствуют росту примордиального фолликула: фактор PTEN (tumor suppressor gene или phosphatase and tensin homolog deleted on chromosome 10); антимюллеров гормон (АМГ - anti-Mullerian hormone, AMH); белки семейства Foxo (forkhead box O) - Foxo3A, FoxI2, мультимолекулярный сигнальный комплекс, включающий mTOR (mammalian target of rapamycin, мишень для рапамицина у млекопитающих). Ежегодно появляются данные о новых факторах, задействованных в первичном рекрутировании, и новых точках приложения уже изученных веществ.

Гонадотропинчувствительная стадия фолликулогенеза представляет собой переход из стадии первичного фолликула к вторичному, а затем к малому антральному (до 5 мм).

На этом этапе также определяющее влияние оказывают внутрияичниковые факторы. Так, ВMP4/ ВMP7/ВMP15, фактор роста и дифференцировки 9 (GDF9); ФРФ-2, а также андрогены имеют активирующее, а АМГ - ингибирующее влияние на процесс формирования вторичных и малых антральных фолликулов.

У вторичных фолликулов появляются рецепторы к ФСГ, действие которого необходимо для продукции гранулезными клетками фолликулярной жидкости и формирования полости (Gougeon A., 1996). Тоническая стимуляция эндогенного ФСГ достаточна для развития фолликулов диаметром до 5 мм. Их наличие хорошо видно при ультразвуковом исследовании (УЗИ) у девочек в подростковом возрасте. Однако для дальнейшего роста малых антральных фолликулов требуется усиление гонадотропного влияния, что обеспечивается только после формирования овариального цикла и включения в работу механизма положительной обратной связи между гипоталамо-гипофизарной системой и яичниками. По некоторым данным в малых антральных фолликулах уже могут экспрессироваться рецепторы к ЛГ.

Наиболее изученными являются действия ВMP4/ВMP7/ВMP15, GDF9, андрогенов, АМГ.

GDF9 относится к семейству β-трансформирующих факторов роста (ТФРβ), продуцируется ооцитом; стимулирует пролиферацию гранулезных клеток, активируя их переход из G0/G1- в S-и G2/M-фазы клеточного цикла. У подопытных животных мутации гена приводят к нарушению фолликулогенеза, дифференцировке гранулезных клеток, инфертильности. У человека мутации гена данного фактора, нарушение его экспрессии могут быть ассоциированы с развитием некоторой гинекологической патологии (синдромом преждевременного истощения яичников, синдромом поликистозных яичников). Возможно, что GDF9 стимулирует рост фолликула посредством влияния на биосинтез тека-клетками андрогенов (тестостерона). GDF9 повышает также уровень экспрессии KL в клетках гранулезы, который в свою очередь оказывает влияние на клетки стромы и ооцит, так как на их поверхности есть рецептор к KL - лиганд c-Kit (рецептор фактора стволовых клеток).

KL стимулирует рост ооцита и поддерживает блок мейоза (Knight P.G. et al., 2006).

ВMP15 также имеет отношение к семейству ТФРβ; продуцируется ооцитом, является индуктором KL в клетках гранулезы, который, в свою очередь взаимодействуя с рецептором фактора стволовых клеток на тека-клетках, может оказывать влияние на синтез андрогенов.

GDF9 и ВMP15 обладают синергетическим действием по отношению к росту фолликула. Они влияют на клетки гранулезы через рецепторы типа I и II: GDF9 связывается с рецептором типа I (BMPRI); BMP15 - с рецептором II типа (BMPRII). При этом они регулируют продукцию друг друга с помощью локального механизма отрицательной обратной связи посредством системы c-Kit/KL. В культуре in vitro BMP15 и GDF9 также оказывают влияние на сам ооцит, способствуя его созреванию.

В последних исследованиях было показано, что BMP15 и GDF9 оказывают свое действие на клетки гранулезы не только на ранних этапах фолликулогенеза. Это обеспечивается изменением экспрессии внутриклеточных сигнальных белков SMAD (Similar to Mothers Against Decapentaplegic), посредством которых эти факторы действуют на гранулезу по мере развития фолликулов. Так, например, в первичных фолликулах экспрессируются SMAD2/3, в преантральных SMAD2/3 и SMAD1/5/8, а в крупных фолликулах - SMAD1/5/8. Показано, что в фолликулах, которые впоследствии будут подвергаться атрезии, уровень экспрессии мРНК-рецепторов к BMP I и II типа выше, чем в фолликуле, который станет доминантным. BMP15 и GDF9 оказывают влияние на клетки фолликула, окружающие ооцит, вызывая их дифференцировку в клетки кумулюса (Emori C. et al., 2014).

Описано несколько полиморфных вариантов аллелей гена GDF9 и BMP15, которые могут быть ассоциированы с нарушением репродуктивной функции и особенностями стимуляции яичников в протоколах ЭКО (табл. 2).

Система c-Kit/KL. KL известен как фактор, участвующий в росте и дифференцировке стволовых клеток. Что касается системы ооцит-гранулеза-тека, то он, взаимодействуя с рецептором на ооците, индуцирует рост и выход последнего из примордиальной стадии. Кроме этого, система c-Kit/ KL принимает участие в дифференцировке клеток стромы яичника в тека-клетки.

Андрогены и андрогеновые рецепторы (АР).

В настоящее время получено достаточно экспериментальных (на грызунах, жвачных, свиньях, приматах) и клинических данных у человека для того, чтобы утверждать, что андрогены и АР имеют большое значение в фолликулогенезе. Показано, что АР экспрессируются во всех клетках фолликула (ооците, гранулезе, теке), строме яичника. Причем экспрессия АР в гранулезных клетках усиливается по мере роста фолликула, достигая максимальной выраженности на антральной стадии. Андрогены усиливают экспрессию ФСГ-рецепторов в гранулезных клетках, их пролиферативную, ароматазную активность, синтез эстрадиола. Не исключается негативное влияние андрогенов на активность апоптоза клеток фолликула. Например, у человека в фолликулах диаметром 3-9 мм имеется положительная взаимосвязь между содержанием в фолликулярной жидкости тестостерона и мРНК рецепторов ФСГ. По данным J.M. Young и соавт. (2010), тестостерон даже способствует первичному рекрутированию фолликулов. Возможно, это влияние опосредованное, через выработку инсулиноподобного фактора роста-1 (ИФР-1), поскольку АР в примордиальном фолликуле обычно не определяются.

Инсулиноподобные факторы роста. мРНК ИПФ-1 выявлена в клетках гранулезы, клетках теки; ИФР-2 - только в клетках теки. В условиях in vitro показано, что ИФР-1 активирует уровень экспрессии рецепторов к ЛГ, синтез эстрадиола, прогестерона в мелких и крупных фолликулах, а также синтез андростендиона в крупных фолликулах.

АМГ, гликопротеид, относится к семейству ТФР, продуцируется гранулезными клетками первичных, преантральных, небольших антральных фолликулов (менее 5-6 мм), а также клетками кумулуса. Можно предположить, что АМГ влияет на функцию яичников через угнетающее действие на рекрутирование примордиальных фолликулов и чувствительность к ФСГ.

Хорошо известно, что физиологическое действие того или иного фактора зависит от активации его рецептора. АМГ взаимодействует с соответствующими рецепторами 1-го и 2-го типов (АМГР 1 и АМГР 2). АМГР 2 локализован на гранулезных клетках фолликулов и является высокоспецифичным. Роль АМГР 1 пока не ясна. У плода человека АМГ начинает синтезироваться с 36-й недели гестации, что обеспечивает развитие из мюллеровых протоков матки, маточных труб и верхней трети влагалища и способствует деградации мюллерова протока в эмбрионах мужского пола (Josso N. et al., 2005).

Предполагается, что АМГ тормозит развитие фолликулов на прегонадотрофной и гонадотропинчувствительной стадиях развития. АМГ ингибирует ароматазу и продукцию эстрадиола в гранулезных клетках, снижает экспрессию рецепторов к ЛГ и чувствительность антральных фолликулов к ФСГ.

Нужно обратить внимание на тот факт, что по мере роста фолликулов продукция АМГ снижается вплоть до полного исчезновения в зрелом фолликуле. АМГ не продуцируется в примордиальных фолликулах, в доминантном фолликуле (или ничтожно мало), в атрезирующихся фолликулах, в тека-клетках, клетках стромы, в желтом теле. Концентрация АМГ в течение менструального цикла остается постоянной! Более того, содержание АМГ в крови прямо зависит от количества имеющихся в яичниках первичных, преантральных и малых антральных фолликулов. Следовательно, уровень АМГ в крови является характеристикой овариального резерва, то есть количества фолликулов, потенциально способных к росту и развитию!

Колокализация первичных ооцитов, синтез АМГ и его рецептора, по-видимому, свидетельствует об аутокринном механизме действия АМГ на клетки фолликула.

Ген, кодирующий АМГ, локализуется на участке хромосомы 19p13.3, а ген рецептора АМГ 2-го типа расположен на хромосоме 12q13 (Altmae S. et al., 2011). Существуют сведения о наличии нескольких полиморфных вариантов аллелей гена АМГ и его рецептора (табл. 3). Предполагается, что некоторые из них могут иметь значение в генезе синдрома поликистозных яичников (СПЯ), а также избыточном ответе яичников на гонадотропную стимуляцию. Анализируя возможную клиническую значимость генетических вариаций, можно выделить группу пациенток с тем или иным типом овариального ответа еще до начала лечения.

Гонадотропинзависимая фаза фолликулогенеза (циклическое рекрутирование фолликулов). Основное значение в заключительной стадии фолликулогенеза: росте и развитии когорты антральных фолликулов (5-9 мм), селекции доминантного фолликула, его созревании, играют гонадотропины - ФСГ и ЛГ.

Начало роста когорты антральных фолликулов обеспечивается возрастанием содержания ФСГ с конца лютеиновой фазы цикла. Когда содержание ФСГ в крови достигает определенного (порогового) уровня, начинается рост нескольких (когорты) антральных фолликулов. В естественном менструальном цикле фолликулы растут неодинаково (асинхронно), поскольку каждый из когорты имеет свою, индивидуальную чувствительность к ФСГ. Считается, что она определяется экспрессией ФСГ-рецепторов на клетках гранулезы. Число фолликулов, подвергающихся циклическому рекрутированию, зависит от возраста женщины (в среднем 11 в яичнике). ФСГ стимулирует деление гранулезных клеток, продукцию ими фолликулярной жидкости, активирует ароматазу и, соответственно, конверсию андрогенов (андростендиона) в эстрадиол. Обычно у одного фолликула экспрессия ФСГ-рецепторов достаточно высока, он имеет низкий порог чувствительности к ФСГ и поэтому он растет быстрее остальных. Так происходит селекция (или выбор) доминантного фолликула из когорты растущих фолликулов (McNatty K.P. et al., 1979). Как правило, это событие происходит на 7-8-й день менструального цикла. По мере роста фолликулов содержание эстрадиола в крови постепенно повышается. Кроме этого, доминантный фолликул интенсивно секретирует ингибин В. Вследствие этих причин, приблизительно с 7-8-го дня цикла, начинается падение уровня ФСГ в крови.

Период времени, в течение которого уровень ФСГ превышает пороговый, необходимый для селекции и роста доминантного фолликула, называется ФСГ-окном. В естественном менструальном цикле ФСГ-окно обеспечивает селекцию одного доминантного фолликула.

Доминантный фолликул продолжает свое развитие и рост вплоть до овуляции, интенсивно продуцируя эстрадиол даже в условиях физиологического снижения уровня ФСГ. Считается, что это обеспечивается высокой чувствительностью клеток гранулезы доминантного фолликула не только к ФСГ, но также и к ЛГ. В ряде исследований было показано, что экспрессия ЛГ-рецепторов на гранулезных клетках достаточно высока, и это позволяет доминантному фолликулу продолжить развитие в среднюю и позднюю фолликулярные фазы цикла. Остальные фолликулы когорты подвергаются атрезии. Высокая чувствительность доминантного фолликула к ЛГ обеспечивается одной из важных функций ФСГ - индукцией экспрессии ЛГ-рецепторов на гранулезных клетках.

Постепенно уровень эстрадиола достигает порогового значения для включения уникального по своей природе механизма положительной обратной связи между яичниками и гипофизом - когда повышение уровня эстрогенов не «угнетает», а стимулирует секрецию ГТ гипофизом. Положительная обратная связь начинает работать при повышении уровня эстрадиола в крови до 500-800 пмоль/л обычно на 12-й день менструального цикла и функционирует в течение 2-3 дней (рис. 7). Реализация механизма положительной обратной связи абсолютно необходима для овуляторного пика ГТ и овуляции (рис. 8).

Считается, что достаточное содержание ЛГ-рецепторов в гранулезных клетках имеется в фолликулах диаметром 14 мм и более. Именно поэтому данные фолликулы чувствительны к ЛГ и при наличии паразитарного (преждевременного) пика ЛГ могут овулировать преждевременно или подвергнуться преждевременной лютеинизации.

Каким образом предотвратить атрезию и «выход» в рост не одного, а нескольких фолликулов? Считается, что это достигается «расширением» ФСГ-окна. Действительно, введение препаратов, содержащих ФСГ, приводит к соответствующему увеличению концентрации последнего. Это вызывает рост и развитие не одного, а нескольких фолликулов (рис. 9)! Понимание теории ФСГ-окна необходимо для осуществления так называемой «мягкой» стимуляции - стимуляции низкими дозами ФСГ для получения небольшого количества фолликулов.

Важным аспектом рассматриваемой проблемы как с научной, так и с практической точек зрения является роль ЛГ в фолликулогенезе. ЛГ имеет следующие точки приложения:

Считается, что реализация вышеперечисленных функций ЛГ возможна, когда содержание этого гормона находится в некотором оптимальном коридоре значений. Каковы границы этого коридора? До сих пор ответ на этот вопрос не получен. По данным большинства исследований, посвященных указанной проблеме, уровень ЛГ должен находиться в пределах 0,5-3 МЕ/л.

Предполагается, что для обеспечения физиологического стероидогенеза в яичниках достаточно активации <1% ЛГ-рецепторов фолликулов. Именно поэтому количество эндогенного ЛГ в период десенситизации гипофиза агонистами гонадотропин-рилизинг-гормона (ГнРГ) является достаточным для эффективной стимуляции препаратами ФСГ. Однако в отдельных работах было показано, что значительная супрессия синтеза ЛГ может быть ассоциирована со снижением эффективности протокола ЭКО, а также повышением частоты невынашивания. Очень низкая концентрация ЛГ приводит к нарушению созревания и роста фолликулов, снижению синтеза в них андрогенов и эстрадиола, а высокая концентрация ЛГ - к атрезии недоминантных фолликулов, торможению пролиферации гранулезы, преждевременной лютеинизации, нарушению созревания ооцита.

В последние годы получены данные о том, что одиночные нуклеотидные полиморфизмы (инсерции либо делеции одного или нескольких оснований) в гене, кодирующем β-субъединицу ЛГ, могут иметь клиническое значение. Наличие вариантов β-субъединицы ЛГ может приводить к снижению эффективности стимуляции препаратами ФСГ, к использованию больших курсовых доз ФСГ у пациенток с нормальными показателями овариального резерва. Предполагается, что в этом случае может проявляться разная биологическая активность и/или фармакокинетика эндогенного ЛГ, обусловленная его разными генетическими вариантами. Назначение препаратов с ЛГ-активностью таким пациенткам в следующем протоколе снижает потребность в ФСГ. Выделены следующие неблагоприятные полиморфизмы β-субъединицы ЛГ (Alviggi С. et al., 2009):

Полиморфизмы также обнаружены в генах рецептора ФСГ, что может являться причиной снижения эффективности стимуляции яичников и повышения потребности в ФСГ:

Согласно данным F.G. Moron и соавт. (2010), вариант Asn680Ser (rs6166) является прогностическим фактором «бедного» ответа яичников на гонадотропную стимуляцию.

Таким образом, фолликуло- и оогенез представляют собой длительные, генетически детерминированные сопряженные физиологические процессы, в регуляцию которых вовлечены локальные (внутрияичниковые) и гормональные факторы.

Рост и развитие фолликулов под влиянием гонадотропинов наблюдается в течение заключительной, так называемой гонадотропинзависимой фазы фолликулогенеза. При этом основную роль играет фолликулостимулирующий (ФСГ), а на последних этапах развития - лютеинизирующий гормон (ЛГ).

В обычных условиях пороговый уровень эндогенного ФСГ обеспечивает рост до стадии предовуляторного, как правило, одного фолликула.

В протоколах ЭКО для обеспечения роста нескольких фолликулов необходимо увеличение периода времени, в течение которого уровень ФСГ превышает пороговый, необходимый для селекции и роста одного доминантного фолликула. Это достигается с помощью экзогенного введения препаратов, содержащих гонадотропины.

Стимуляция яичников является важным этапом протокола ЭКО. Она обеспечивает рост нескольких фолликулов до состояния зрелых, предовуляторных. На заключительном этапе стимуляции производится пункция фолликулов и аспирация ооцитов. Затем следует этап оплодотворения, культивирования эмбрионов в лабораторных условиях, их перенос в полость матки и/или криоконсервация.

Основными принципами стимуляции яичников являются:

Под безопасностью протокола подразумевается профилактика СГЯ и других осложнений.

Основным критерием эффективности протокола ЭКО является частота родов здоровым доношенным ребенком (так называемый показатель take home baby).

Пациентоориентированность лечения определяется длительностью стимуляции, количеством инъекций, болезненностью процедур, количеством визитов к врачу, а также стоимостью лечения. Указанные факторы могут существенно влиять на приверженность пациентов лечению бесплодия методом ЭКО.

Все перечисленные обстоятельства делают актуальным разработку персонифицированного подхода к протоколу ЭКО, в том числе стимуляции яичников. Идея подобного подхода к лечению не нова. Еще великий русский хирург Н.И. Пирогов в 1881 г. писал: «Современная наука нашла как будто более надежное средство против предубеждений в практической медицине - это медицинская статистика, основанная на цифре. И совести хирурга как будто сделалось легче решать без предубеждений. В конце концов, не трудно убедиться, что и эта, по-видимому, такая верная цифра только тогда будет иметь важное практическое значение, когда ей на помощь явится индивидуализирование - новая, еще непочатая отрасль знания».

Основой персонифицированного подхода к стимуляции яичников является выполнение следующих базовых правил:

Варианты протоколов стимуляции яичников. Выделяют следующие варианты стимуляции яичников в протоколах ЭКО (Nargund G. et al., 2007):

Эффективность естественного, модифицированного естественного цикла и умеренной стимуляции является более низкой по сравнению со стандартным ЭКО. Данные протоколы в настоящее время используются при наличии особой клинической ситуации (низкий овариальный резерв, нежелание пациентки применять стандартный протокол и др.).

В зависимости от количества полученных в ходе стимуляции ооцитов, целесообразно выделять следующие варианты ответа яичников:

Оценить риски развития избыточного ответа яичников и СГЯ необходимо уже на этапе подготовки к протоколу ЭКО.

Группу риска составляют пациенты:

Наибольшей информативностью для оценки овариального резерва и прогнозирования избыточного (гиперергического) ответа яичников на гонадотропную стимуляцию обладают два показателя:

Признаками, свидетельствующими о риске гиперергического ответа яичников и СГЯ, могут считаться (рис. 10):

Недостаточный ответ яичников на гонадотропную стимуляцию прогнозируется при следующих показателях:

Стимуляция яичников при наличии предикторов «бедного» ответа излагается в отдельном разделе.

Согласно результатам разных исследований в «свежих» циклах ЭКО (то есть протоколах,

которые завершаются переносом эмбрионов) частота родов является оптимальной при получении 10-15 ооцитов и более, низкой - при наличии менее 10 и более 20 ооцитов (Sunkara S.K., Rittenberg V. et al., 2011).

В последние годы обсуждается показатель кумулятивной частоты прогрессирующей беременности или родов, который отражает частоту соответственно прогрессирующей беременности (или родов) в расчете на одну попытку лечебного цикла и включает перенос эмбрионов как в «свежем» протоколе, так и в криоциклах.

В некоторых исследованиях было показано, что количество полученных ооцитов имеет прямую взаимосвязь с количеством эуплоидных бластоцист и кумулятивной частотой родов. Тем не менее, как бы нам не хотелось получить больше ооцитов для обеспечения высокой кумулятивной частоты родов,

необходимо придерживаться здравого смысла. Прежде всего, это касается безопасности стимуляции. Для обеспечения «баланса интересов» существуют мероприятия, направленные на профилактику развития синдрома гиперстимуляции яичников. В частности, это стратегия сегментации цикла. Во время нее на первом этапе проводится стимуляция яичников, получение эмбрионов и их криоконсервация, а на втором - перенос эмбрионов в криопротоколе. При желании реализовать эту тактику на практике нужно помнить о том, что сегментация цикла эффективна лишь в том случае, если в клинике хорошо отработана система криоконсервации (витрификации) эмбрионов.

При обсуждении вопроса «количества» нужно сделать комментарий, касающийся возраста пациенток. Хорошо известно, что с увеличением возраста женщины повышается риск несбалансированных хромосомных перестроек у эмбриона. Так, по данным B. Аta и соавт. (2012), частота получения эуплоидных эмбрионов у пациенток до 35 лет в среднем составляет 60%, в 35-37 лет - 50%, в 38-40 лет - 37%, в 41-42 года - только 23%. Кроме этого, к сожалению, часть ооцитов в результате стимуляции яичников может оказаться незрелыми, у некоторых пациенток будут нарушения оплодотворения или произойдет остановка развития эмбрионов. Подсчитано, для того чтобы получить 1 эуплоидную бластоцисту у пациенток младше 35 лет, необходимо получить около 6 ооцитов; в 39-40 лет - около 10 ооцитов, в 42-43 года - около 16 ооцитов!

Стимуляция яичников основана на использовании фармакологических препаратов, вызывающих рост, развитие фолликулов, а также созревание ооцитов.

Наиболее часто в протоколах стимуляции яичников используются ГТ, реже - другие препараты (антиэстрогены, ИА) (рис. 11).

ГТ в настоящее время получают двумя способами:

ЧМГТ производят из мочи женщин, находящихся в постменопаузе. Современные технологии с использованием нанофильтрации и высокоаффинной хроматографии позволяют сохранить структуру и свойства человеческого ФСГ, устранить все вирусы, в том числе малые и некапсулированные, а также прионы. Особенностью ЧМГТ является преобладающее содержание кислых изоформ ФСГ, которые представляются наиболее значимыми во время фолликулогенеза в I фазе естественного менструального цикла. Это обеспечивается сохранением видоспецифичной углеводной части молекулы ФСГ, составляющей около 30% ее молекулярной массы и определяющей ее кислотность.

Синтез рГТ стал возможным после изоляции генов, кодирующих α- и β-субъединицы ФСГ, ЛГ и ХГЧ на клеточной линии яичников китайского хомячка, которую благодаря высоким показателям стабильности применяют уже в течение 30 лет для синтеза белков. Появление рекомбинантных препаратов дало возможность отказаться от использования биологического сырья (мочи менопаузальных женщин) и перейти на наиболее чистые препараты (99,9% чистоты действующего вещества). Технологические особенности получения рГТ обеспечивают такие важные параметры производства, как отсутствие ограничений по объему выпуска препарата, жесткий контроль исходного материала, постоянство состава, содержания ФСГ и специфической активности.

В последние годы в клинической практике стал применяться рекомбинантный ФСГ пролонгированного действия - корифоллитропин альфа. Его «формула» состоит из α-субъединицы ФСГ и субъединицы, полученной на основе слияния β-субъединицы ФСГ с карбокситерминальным пептидом β-субъединицы хорионического гонадотропина человека (ХГЧ). Это обеспечивает высокую биологическую активность и длительный период полувыведения гормона (69 ч). Однократная инъекция препарата в дозе 100 или 150 мг обеспечивает стимуляцию яичников в течение 7 сут.

Во время стимуляции яичников гонадотропинами наблюдается рост нескольких фолликулов, что приводит к значительной продукции и росту концентрации эстрадиола. Концентрация эстрадиола достигает порога, необходимого для «включения» механизма положительной обратной связи между яичниками и гипофизом значительно быстрее, чем в спонтанном менструальном цикле. Это приводит к преждевременному пику ЛГ, преждевременной овуляции и лютеинизации незрелых фолликулов. Ранее было показано, что при применении ГТ без блокирования эндогенного ЛГ такая ситуация складывается в среднем в 20% циклов.

В настоящее время для предотвращения преждевременного пика ЛГ используют аналоги ГнРГ - агонисты ГнРГ и антагонисты ГнРГ. Основой классификации базовых протоколов стимуляции яичников является тип аналога ГнРГ, который применяют для предотвращения преждевременного пика лютеинизирующего гормона (ЛГ).

Антагонисты ГнРГ:

Агонисты ГнРГ:

Среди агонистов ГнРГ наиболее часто используют форму для ежедневного введения (Диферелин^♠, Декапептил^♠).

Хорошо известно, что действие агонистов ГнРГ складывается из двух фаз. В течение первых 12-14 сут применения препарат приводит к активации гипофиза, что сопровождается усилением секреции ФСГ, ЛГ и эстрадиола. При продолжающемся действии препарата происходит снижение функциональной активности и количества (потеря чувствительности, десенситизация) рецепторов к ГнРГ в клетках гипофиза. Это приводит к снижению уровня ГТ и эстрадиола в крови.

Антагонисты ГнРГ обладают высокой способностью связываться с рецепторами ГнРГ. Они вызывают быструю блокаду гипофиза (в течение 3-4 ч от момента введения, отсутствует фаза активации гипофиза).

Основными (базовыми) протоколами стимуляции яичников в программах ЭКО являются:

Протокол с антагонистами ГнРГ (рис. 12, 13). Введение ГТ производят с 2-3-го дня менструального цикла, ежедневно. Антагонист ГнРГ начинают применять с 5-го или 6-го дня стимуляции ежедневно (при фиксированном варианте протокола) либо при достижении лидирующим фолликулом диаметра ≥13-14 мм (при гибком варианте протокола), в том числе в день назначения триггера. При достижении тремя фолликулами диаметра ≥17 мм вводят триггер финального созревания ооцитов (препарат ХГТ или агонист ГнРГ).

В процессе ультразвукового мониторинга стимуляции яичников возможна коррекция дозы ГТ (снижение, увеличение).

Эффективности фиксированного и гибкого вариантов протокола по частоте наступления беременности сопоставимы (Al-Inany H.G. et al., 2011).

Наряду с ежедневными инъекциями ГТ в протоколах с антагонистами ГнРГ возможно использование рФСГ пролонгированного действия.

Протокол с рФСГ пролонгированного действия (рис. 14). Корифоллитропин альфа вводят однократно подкожно: женщинам с массой тела ≤60 кг - 100 мкг, с массой тела >60 кг - 150 мкг. Введение антагониста ГнРГ должно быть начато на 5-й или 6-й день стимуляции в зависимости от ответа яичников, то есть числа или размера растущих фолликулов. Антагонист ГнРГ вводят и в день назначения триггера. Через 7 сут после инъекции корифоллитропина альфа, если не достигнуты размеры фолликулов, соответствующие критериям назначения триггера, лечение продолжают с помощью ежедневных инъекций рФСГ. При этом суточная доза рФСГ зависит от ответа яичников. Если ответ нормальный, то рекомендуемая суточная доза составляет 150 МЕ. При достижении тремя фолликулами диаметра ≥17 мм вводят триггер финального созревания ооцитов (препарат ХГТ или агонист ГнРГ).

Корифоллитропин альфа стал использоваться в клинической практике в России с 2013 года. До регистрации препарата в нашей стране в мире проведены клинические исследования, оценивающие его эффективность и безопасность. Так, в систематическом обзоре A. Pouwer и соавт. (2015) (шесть рандомизированных клинических исследований, 3753 пациентки, корифоллитропин альфа получали 2054 женщины) был сделан вывод о том, что частота наступления беременности и родов не различались в группах, применяющих в циклах ЭКО корифоллитропин альфа и обычную стимуляцию фоллитропином бета.

Метаанализ семи рандомизированных клинических исследований S. Fensore и соавт. (2015), в который были включены такие крупнейшие исследования, как ENGAGE (2009) и ENSURE (2010) с общим количеством 2138 женщин, получавших пролонгированный рФСГ, показал, что корифоллитропин альфа эффективен, как и рФСГ, для ежедневного введения в отношении частоты живорождения. Однако после овариальной стимуляции корифоллитропином альфа было получено большее количество ооцитов.

B. Tarlatzis и соавт. (2015) установлено, что из 1705 пациенток, получавших корифоллитропин альфа, частота легкого, умеренного и тяжелого синдрома гиперстимуляции яичников составила 3,0; 2,2 и 1,8% соответственно, у пациенток в группе рФСГ - 3,5; 1,3 и 1,3% соответственно. Несмотря на более интенсивный овариальный ответ при применении корифоллитропина альфа по сравнению с рФСГ в течение первых семи дней стимуляции яичников, частота синдрома гиперстимуляции яичников была одинаковой.

Применение рФСГ пролонгированного действия в протоколах с агонистами ГнРГ не получило широкого распространения, вероятно, в связи с отсутствием возможности замены триггера при гиперергической реакции яичников.

Протокол с агонистами ГнРГ (длинный) (рис. 15). На 20-21-й день менструального цикла назначают ежедневные (форма для ежедневного введения) инъекции агониста ГнРГ либо агонист ГнРГ вводят однократно (форму пролонгированного действия). С 2-3-го дня менструального цикла (момент совпадает с наступлением фазы десенситизации гипофиза) назначают ежедневные инъекции ГТ. При достижении десенситизации гипофиза можно снизить дозу агониста ГнРГ в 2 раза (с 0,1 до 0,05 мг). При достижении тремя фолликулами диаметра ≥17 мм вводят триггер финального созревания ооцитов (только препарат ХГТ).

В данном протоколе отсутствует возможность замены триггера агонистом ГнРГ.

В процессе ультразвукового мониторинга стимуляции яичников возможна коррекция дозы ГТ (снижение, увеличение).

Протокол с агонистами ГнРГ (короткий) (рис. 16). Введение ГТ и агониста ГнРГ начинают одновременно с 2-3-го дня менструального цикла (либо агонист ГнРГ назначают на пару дней раньше). При достижении тремя фолликулами диаметра ≥17 мм вводят триггер финального созревания ооцитов (только препарат ХГТ). Назначение агонистов ГнРГ в первую фазу менструального цикла должно обеспечить дополнительную стимуляцию роста фолликулов вследствие активации гипофиза в первые дни назначения препарата (flare-up-эффект).

Ранее считалось, что такой протокол стимуляции яичников будет полезен пациенткам со сниженным овариальным резервом. Однако в последних исследованиях не доказаны преимущества данного протокола перед протоколом с антагонистами в этой группе пациенток.

В процессе ультразвукового мониторинга стимуляции яичников возможна коррекция дозы ГТ (снижение, увеличение).

Протокол с агонистами ГнРГ (супердлинный) (рис. 17). В течение 3-6 мес осуществляют введение формы агониста ГнРГ пролонгированного действия, после чего переходят на ежедневные инъекции. ГТ начинают вводить в конце пролонгированного лечения агонистами ГнРГ. Вследствие возможной значительной супрессии яичников для обеспечения адекватного их ответа, особенно у пациенток с невысоким овариальным резервом, стартовая доза ГТ может быть достаточно высокой (до 300 МЕ).

Сравнение эффективности протоколов с антагонистами ГнРГ и агонистами ГнРГ. Согласно данным Кохрейновского обзора (Al-Inany H.G. et al., 2011) в протоколах с антагонистами ГнРГ, по сравнению с протоколами с агонистами ГнРГ, достоверно ниже частота СГЯ (у пациенток с нормальным ответом яичников!). Эти данные были отмечены в более ранних систематических обзорах (Kolibia-nakis E.M. et al., 2006). При этом эффективность протоколов с антагонистами и агонистами ГнРГ в общей популяции больных с бесплодием сопоставима.

Протоколы с антагонистами ГнРГ обладают рядом преимуществ:

Протоколы с агонистами ГнРГ имеют следующие преимущества.

Как «гомогенизировать» пул антральных фолликулов в протоколах с антагонистами ГнРГ и планировать начало лечения?

С помощью предварительного назначения эстрогенов, гестагенов или комбинированных оральных контрацептивов (КОК) возможно осуществление гомогенизации пула антральных фолликулов. Это достигается благодаря тому, что в период приема вышеперечисленных гормональных препаратов отсутствует рост концентрации ФСГ с конца лютеиновой фазы цикла (рис. 19-21). Тем не менее такой подход имеет свои особенности. Так, в систематическом обзоре (Smulders B. et al., 2010) показано, что назначение эстрадиола во вторую фазу цикла приводит к получению большего количества ооцитов, но увеличивает количество ГТ, а значит, стоимость лечения. КОК перед протоколом ЭКО несколько снижают частоту беременности, увеличивают количество ГТ и стоимость лечения. Имеются сведения о том, что предварительное назначение КОК может приводить к негативному влиянию на эндометрий (уменьшению толщины) и изменению содержания эндогенного ЛГ (снижению) в лечебном цикле (Kolibianakis E.M. et al., 2006). Именно поэтому необходимо взвесить преимущества (планирование цикла, синхронизация когорты фолликулов) и недостатки (более высокое потребление ФСГ, более длительная стимуляция, сниженная вероятность наступления беременности) применения агонистов. Безусловно, нужны дополнительные исследования в этом вопросе. Возможно, это приведет к созданию иных схем предварительной гормональной терапии или отказу от некоторых применяющихся в настоящее время.

Основным критерием выбора протокола стимуляции яичников служит прогноз ответа яичников на введение гонадотропных препаратов (табл. 4).

При прогнозируемом гиперергическом и нормальном ответе (при первом цикле ЭКО) яичников рекомендуется применение протокола с антагонистами ГнРГ.

При повторном цикле ЭКО у пациенток с прогнозом нормального ответа может быть использован протокол с агонистами ГнРГ, если в анамнезе не было СГЯ.

При наличии критериев «бедного» ответа яичников на стимуляцию возможно применение разных подходов, которые приведены в разделе «Стратегии при прогнозе недостаточного («бедного») ответа яичников на стимуляцию».

Использование протокола с антагонистами ГнРГ рекомендовано следующим группам пациенток:

Протоколы с агонистами ГнРГ возможны у пациенток с нормальным овариальным резервом и прогнозируемым нормальным ответом на стимуляцию. Однако необходимо помнить о том, что при избыточной реакции яичников на ГТ и развитии гиперергического ответа нельзя заменить триггер финального созревания ооцитов, что может привести к СГЯ. Использование протокола с агонистами ГнРГ у пациенток с высоким овариальным резервом не рекомендуется!

При прогнозе недостаточного («бедного») ответа яичников риск СГЯ отсутствует, и в этом плане протоколы с агонистами ГнРГ безопасны. Вместе с тем длительность лечения, инъекционная нагрузка при равной эффективности по сравнению с другими протоколами не позволяют считать их приемлемыми для пациенток данной группы.

Супердлинный протокол с агонистами ГнРГ может использоваться при необходимости длительной супрессии гипоталамо-гипофизарно-яичниковой системы (чаще всего у больных с генитальным эндометриозом; возможно - при СПЯ с высокими значениями ЛГ в сыворотке крови).

Согласно данным отдельных исследований применение протоколов с агонистами ГнРГ у пациенток с генитальным эндометриозом позволяет получить большее количество фолликулов, ооцитов, эмбрионов хорошего качества по сравнению с аналогичными показателями в протоколах с антагонистами ГнРГ.

При нормальных параметрах овариального резерва и прогнозировании нормального ответа на стимуляцию стартовая доза препаратов ГТ составляет, как правило, 150-200 МЕ/сут.

При высоком овариальном резерве стартовая доза может быть снижена до 100-150 МЕ. Однако, как показывает практика, ГТ в низких дозах даже у пациенток этой категории не всегда обеспечивает рост и созревание адекватного количества фолликулов.

При низком овариальном резерве стартовая доза ГТ может достигать 300-350 МЕ (как правило, не выше 450 МЕ).

Некоторыми исследовательскими группами разработаны номограммы для определения стартовой дозы ГТ (рис. 22; по La Marca A. et al., 2013). В качестве критериев, которые влияют на величину начальной дозы, предлагаются следующие: возраст пациентки, КАФ, уровень АМГ в сыворотке крови, базальный уровень ФСГ (на 2-3-й день менструального цикла).

Доза препарата корифоллитропин альфа зависит от массы тела и возраста женщины. Однократное введение препарата в дозе 100 мкг рекомендуется у женщин с массой тела ≤60 кг в возрасте ≤36 лет. Однократное введение препарата в дозе 150 мкг рекомендуется у женщин: с массой тела >60 кг независимо от возраста; с массой тела ≥50 кг и старше 36 лет.

Существуют ли критерии выбора препарата ГТ для стимуляции яичников? Нужно сразу сказать о том, что в настоящее время отсутствуют жесткие критерии выбора типа гонадотропных препаратов.

ЧМГТ. Сравнению эффективности ЧМГТ и рГТ посвящены многие исследования. В большинстве работ показано, что при использовании рФСГ количество ооцитов больше, чем при использовании ЧМГТ. Именно поэтому бытующее, к сожалению, до сих пор мнение о более высокой частоте развития СГЯ при применении ЧМГТ не подтверждается ни теорией, ни практикой. Частоты развития СГЯ при использовании рФСГ и ЧМГТ не различаются.

Имеются отдельные работы, в которых показано, что применение ЧМГТ в протоколах стимуляции яичников может привести к получению эмбрионов хорошего качества, и это объясняется структурой ГТ, входящих в ЧМГТ («близкой» эндогенным изоформам ФСГ). Однако на сегодняшний день не существует объективных критериев оценки качества эмбриона. Научные заключения о курсовых дозах препарата, эффективности протоколов в плане частоты наступления беременности и родов продолжают оставаться неоднозначными.

В настоящее время большой объем международных и отечественных данных позволяет сделать вывод о равной эффективности препаратов в общей группе пациенток, о чем также свидетельствуют данные последних метаанализов, посвященных этой проблеме. Определенное значение при выборе в этом случае будут играть такие индивидуальные позиции, как стоимость лечения, удобство использования препарата, опыт применения, желание изменить тактику стимуляции при последующих протоколах.

Рекомбинантный ЛГ (рЛГ). Применение препаратов, содержащих ЛГ (с 1-го дня стимуляции), показано пациенткам с гипогонадотропной недостаточностью яичников (гипогонадотропный гипогонадизм) (синдром Шихана, синдром Кальмана и др.). В этих клинических ситуациях с целью стимуляции яичников могут быть использованы и ЧМГТ, обладающие необходимой в таких случаях ЛГ-активностью.

В общей группе пациенток необходимость рутинного добавления ЛГ остается предметом научных дискуссий. В большинстве исследований не доказаны преимущества добавления рЛГ.

Возможно, что применение ЛГ-содержащих препаратов может быть полезным в следующих группах:

Почему ЛГ может быть полезен пациенткам старшего репродуктивного возраста? Возможно, это связано со снижением продукции андрогенов в яичниках, необходимых для адекватного фолликулогенеза. Как известно, ЛГ стимулирует стероидогенез и продукцию андрогенов в тека-клетках яичника. Кроме этого, у пациенток старшего репродуктивного возраста не исключено снижение числа функциональных ЛГ-рецепторов или биологической активности эндогенного ЛГ.

В некоторых работах показано, что пациенткам с низким овариальным резервом или при слабом ответе яичников при уровне ЛГ в плазме крови ниже 1,5 МЕ/л на 6-7-й день стимуляции целесообразно добавление ЛГ-содержащего препарата (150 МЕ). В то же время у пациенток с высоким овариальным резервом для атрезии мелких фолликулов и предотвращения гиперергического ответа яичников с 6-7-го дня стимуляции также целесообразно добавление ЛГ (75 МЕ) (Мамедова Н.Р. и др., 2011).

Мониторирование индуцированного цикла осуществляют с помощью динамического УЗИ. Реже используют гормональный мониторинг.

Основными задачами ультразвукового мониторинга являются:

Частота мониторинга определяется конкретной клинической ситуацией, опытом репродуктолога и, наконец, традициями клиники. Как правило, мониторинг осуществляют на 2-3-й день менструального цикла (оценивают КАФ, полость матки, структуру яичников); на 5-6-й день стимуляции (для определения реакции яичников на выбранную стартовую дозу ГТ и возможной ее коррекции), далее - в период, предшествующий назначению триггера. В большинстве случаев трех визитов достаточно для адекватного ведения протокола стимуляции.

На 2-3-й день менструального цикла оптимальными условиями для начала стимуляции яичников являются следующие показатели: диаметр всех фолликулов <10 мм, толщина эндометрия <5-6 мм (при этом, если в клинике применяется гормональный мониторинг цикла, уровень эстрадиола в крови <50 пг/мл, а прогестерона <1,5 нг/мл).

Как было сказано, второе исследование проводят на 5-6-й день стимуляции. Это обусловлено тем, что именно к этому времени уровень ГТ в крови достигает порогового для роста фолликулов уровня. К этому дню стимуляции при достаточной реакции яичников на стартовую дозу ГТ часть фолликулов достигает величины 10 мм и более. Оптимальным вариантом является ситуация, когда когорта растущих фолликулов имеет приблизительно одинаковый размер (синхронизированы). В случае, если ни один из фолликулов через 5-6 дней стимуляции не достигает диаметра 10 мм, дозу ГТ следует увеличить. Впоследствии нужно учитывать, что скорость роста фолликулов составит в среднем 2 мм/сут (от 1 до 3 мм/сут), и частота мониторинга будет определяться индивидуально.

Во время исследования необходимо обратить внимание на толщину и структуру эндометрия. К моменту окончания стимуляции яичников и назначения триггера толщина эндометрия должна быть не менее 8 мм. При этом эндометрий имеет «трехслойную» структуру. Отставание развития эндометрия можно выявить на 6-8-й день применения ГТ (в этот период толщина эндометрия составляет, как правило, не менее 7 мм).

В естественном цикле овуляцию и финальное созревание ооцита обеспечивает пик ЛГ, то есть резкое возрастание концентрации гормона в крови в середине менструального цикла. Этот феномен обусловлен механизмом положительной обратной связи между гипоталамо-гипофизарной системой и яичниками. При этом изменение концентрации ЛГ в крови характеризуется, в большинстве случаев, тремя фазами общей продолжительностью около 48 ч: подъема (около 14 ч), плато (около 14 ч) и снижения (около 20 ч) (Hoff J.D. et al., 1983).

В протоколах ЭКО эндогенный пик ЛГ заблокирован аналогами ГнРГ (агонистами и антагонистами ГнРГ) и финальное созревание фолликулов и ооцитов обеспечивается введением препаратов.

В настоящее время в качестве триггера используют следующие группы препаратов:

Согласно большинству исследований критерием назначения триггера является наличие 3 и более фолликулов ≥17 мм.

Введение триггера спустя 2 сут после наличия вышеперечисленных критериев снижает эффективность протокола.

Агонисты ГнРГ в качестве триггера применяются у пациенток:

Пункцию фолликулов производят через 36 ч после введения триггера.

Необходимо помнить о том, что замена триггера на агонист ГнРГ возможна только в протоколах с антагонистами ГнРГ!

Особенности протокола при использовании агонистов ГнРГ в качестве триггера. ХГТ имеет значительно больший период полувыведения по сравнению с ЛГ (более 24 ч по сравнению с 60 мин у ЛГ), более выраженную связь с рецепторами, обеспечивает более длительную поддержку желтых тел в посттрансферном периоде. Несомненным преимуществом агонистов ГнРГ в качестве триггера, по сравнению с ХГТ, является профилактика СГЯ. Кроме этого, введение агониста ГнРГ вызывает возрастание концентрации как ЛГ, так и ФСГ. Предполагается, что пик ФСГ может оказывать позитивное влияние на желтые тела (стимулирует синтез рецепторов к ЛГ на клетках гранулезы) и зрелость ооцитов (Oktay K. et al., 2010). Однако пик ЛГ при использовании агониста ГнРГ отличается от такового как в натуральном цикле, так и в циклах стимуляции с применением ХГТ. Повышение концентрации в крови ЛГ будет менее продолжительным (около 24 ч): период подъема длится около 4 ч, период снижения - около 20 ч, а период плато практически не наблюдается (Gonen Y. et al., 1990; Itskovitz J. et al., 1991). Таким образом, основными недостатками агонистов ГнРГ являются неадекватная по времени поддержка функции желтых тел и, соответственно, неадекватные изменения эндометрия, что требует усиленной посттрансферной поддержки.

Пациентки с низким овариальным резервом и недостаточным («бедным») ответом на стимуляцию яичников, к сожалению, представляют наиболее многочисленную когорту в клиниках ЭКО.

С практических позиций среди них целесообразно выделить две клинические группы:

Протоколы стимуляции яичников у таких пациенток отличаются следующими основными чертами:

Согласно статистическим данным для того, чтобы достичь 75% шанса родов, пациентке 41-42 лет потребуется в среднем 16 протоколов ЭКО! (Для сравнения: до 35 лет с этой целью потребуется в среднем 3 лечебных цикла).

В качестве примера приведем также данные A. Weghofer и соавт. (2011): в группе пациенток ≤42 лет (средний возраст - 39 лет) с крайне низкими показателями АМГ (0,3 нг/мл) частота беременности на протокол составила 11,0%, частота родов - 10,0%; у пациенток старше 42 лет (средний возраст - 44 года, средний уровень АМГ - 0,2 нг/мл) - 3,7 и 1,7% соответственно.

Как сделать прогноз о том, что ответ яичников на стимуляцию будет «бедным»? Многие годы в научной литературе и на практике пользовались разными прогностическими критериями. Это было неудобно, возникала сложность при проведении анализа результатов лечения таких пациенток.

В 2011 г. были сформулированы унифицированные критерии «бедного» ответа (болонские критерии) (Ferraretti A.P. еt al., 2011). Согласно этим критериям «бедным» ответом яичников на стимуляцию считают наличие 2 из 3 нижеперечисленных признаков:

Два протокола с использованием максимальных режимов стимуляции и «бедным» ответом также являются достаточными критериями для постановки такого диагноза.

Недостатком болонских критериев является объединение в одну группу пациенток с разным прогнозом. Это и молодые женщины с нормальными показателями овариального резерва, у которых получено недостаточное количество ооцитов, и пациентки старшего репродуктивного возраста со сниженным или интактным овариальным резервом, у которых высок риск получения эмбрионов с несбалансированным хромосомным набором, и т.д.

Какие факторы могут оказывать решающее значение при индивидуальном подходе?

Перечислим те из них, которые имеют наибольшее практическое значение (табл. 5).

В отношении молодых пациенток при снижении овариального резерва возможно придерживаться следующих стратегий ведения.

Нельзя забывать о том, что некоторые пациентки нуждаются в подготовке к протоколу ЭКО, лечении патологии, которая может негативно влиять на исход цикла. К ней, безусловно, относится генитальный эндометриоз, воспалительные заболевания органов малого таза, ожирение. В последние годы были получены отдельные данные, свидетельствующие о важной роли достаточного содержания в организме витамина D, в том числе для осуществления репродуктивной функции.

Высокие дозы ГТ оправданы, если планируется получение субоптимального числа ооцитов (более 3). В этом случае стартовая доза ГТ может составлять 300 МЕ. Вместе с этим возможно использование не только фиксированной дозы, но и step-down-подхода (стартовая доза 450 МЕ, поэтапное снижение до 300-150 МЕ к концу стимуляции).

Если планируется получить 1-2 ооцита, высокие дозы ГТ нецелесообразны ни с медицинской, ни с экономической точек зрения. В этом случае можно использовать стандартные дозы ГТ, естественный или модифицированный естественный циклы, мягкую стимуляцию, стимуляцию антиэстрогенами или ИА либо иные подходы, изложенные далее.

Модифицированные протоколы. В табл. 6 приведен список разных, в том числе модифицированных протоколов стимуляции яичников, которые применялись в практике ведения пациенток с «бедным» ответом.

Протоколы с антагонистами ГнРГ, по сравнению с длинными протоколами с агонистами ГнРГ, имеют явные преимущества у пациенток с «бедным» ответом. Это касается как стоимости протокола, так и его эффективности. В случае использования длинных протоколов не всегда удается получить адекватный ответ яичников вследствие глубокого угнетения его функции.

Короткий и длинный протоколы с микродозами агонистов ГнРГ. Сущность подобного подхода заключается в использовании низких доз агонистов ГнРГ (в 2-4 раза ниже стандартной дозы трипторелина (Диферелина^♠ или Декапептила^♠). Положительный эффект данного протокола связывают со снижением эффекта агонистов ГнРГ на рецепторный аппарат яичников и их супрессию (Latouche J. et al., 1989; Kowalik A. et al., 1998). Протокол на практике используют нечасто.

Модифицированный протокол с антагонистами ГнРГ. В 1-3-й день менструального цикла вводят 250 мкг/сут антагониста ГнРГ, затем стимуляцию проводят по схеме базового протокола с антагонистами ГнРГ. Раннее назначение антагониста ГнРГ обеспечивает синхронизацию роста фолликулов на старте стимуляции. Протокол используют нечасто.

Протокол с агонистами и антагонистами ГнРГ (long-stop-протокол). Агонисты назначают с 19-21-го дня менструального цикла до 2-го дня следующего менструального цикла, после чего введение агонистов ГнРГ прекращают и назначают ГТ. При достижении лидирующим фолликулом диаметра 13-14 мм назначают антагонисты ГнРГ (до дня введения триггера включительно). Протокол используют в практике нечасто.

Протокол с добавлением небольших доз ХГЧ. В этом варианте у пациенток старшего репродуктивного возраста к рФСГ (в длинном протоколе) ежедневно с начала стимуляции добавляют небольшие дозы ХГТ (200 МЕ) вплоть до дня введения триггера (Gomaa et al., 2012). Существует другой подход - добавление ХГЧ в течение последних дней стимуляции до дня введения триггера в протоколах с антагонистами ГнРГ, при этом доза рФСГ может быть снижена или введение рФСГ прекращено.

Протокол с поздним началом введения ГТ (минимальная, «мягкая» стимуляция). При наличии небольшого количества фолликулов (2-3) с 7-го дня менструального цикла подключают ГТ. При достижении лидирующим фолликулом диаметра 13-14 мм назначают антагонисты ГнРГ (до дня введения триггера включительно).

Протокол с антиэстрогенами (Кломифена цитратом^♠), в том числе с назначением ГТ. Кломифена цитрат^♠ применяют в течение 2-6-го дня менструального цикла, ГТ - с 5-7-го дня стимуляции; при достижении лидирующим фолликулом диаметра 13-14 мм назначают антагонисты ГнРГ (до дня введения триггера включительно).

«Японский протокол» (рис. 25) относится к категории мягкой стимуляции. Кломифен (Кломифена цитрат^♠) назначают с 3-го дня цикла до дня, предшествующего введению триггера цикла (50 мг/сут), с 8-го дня цикла - рФСГ или ЧМГТ (человеческий менопаузальный гонадотропин) (150 МЕ через день). Триггер (агонист ГнРГ) вводят при наличии соответствующих критериев. Эффективность протокола была продемонстрирована в крупном ретроспективном исследовании (43 433 цикла) (Teramoto S. et al., 2007). Основой такого подхода являются данные о том, что пролонгированный прием Кломифена цитрата^♠ приводит к блокированию позитивной обратной связи и овуляторного пика ЛГ, что, вероятно, может быть обусловлено эффектами его изомеров (в частности, энкломифена) на клетки гипофиза.

Протокол с ИА, в том числе в сочетании с ГТ. ИА (например, летрозол в дозе 2,5-5 мг/сут) применяют в течение 2-6-го дня менструального цикла, ГТ - с 5-7-го дня стимуляции; при достижении лидирующим фолликулом диаметра 13-14 мм назначают антагонисты ГнРГ (до дня введения триггера включительно). Исследований, посвященных эффективности данного протокола, мало. Предполагается, что оптимизация фолликулогенеза при использовании ИА обусловлена повышением уровня эндогенного ФСГ (следствие снижения содержания эстрогенов), а также усилением чувствительности рецепторов к ФСГ (следствие повышения уровня андрогенов в яичниках). Показано, что уровень в фолликулярной жидкости тестостерона у пациенток при использовании в протоколе стимуляции ИА в 2 раза выше по сравнению с таковым у пациенток без ИА (даже спустя 1 нед после прекращения приема ИА).

Протоколы с добавлением рЛГ. При таком подходе возможно использование 1-2 ампул в сутки комбинированного препарата, содержащего рФСГ и рЛГ [фоллитропин альфа+лутропин альфа (Перговерис^♠), 1 ампула содержит 150 МЕ ФСГ и 75 МЕ ЛГ] с 1-го дня стимуляции. Другими вариантами стимуляции является добавление к рФСГ 75-150 МЕ рЛГ ежедневно с 1-го или 6-го дня стимуляции рФСГ до дня введения триггера. Назначение ЛГ преследует цель активации андрогенпродуцирующей функции тека-клеток фолликулов, оптимизации фолликуло- и оогенеза.

Протокол с добавлением небольших доз ХГЧ также может быть использован у пациенток с «бедным» ответом.

Протокол с двойной стимуляцией яичников представлен на рис. 26. По предварительным результатам F.M. Ubaldi и соавт. (2016) этот подход позволяет увеличить количество получаемых эмбрионов хорошего качества, в том числе эуплоидных. Причем количество бластоцист во время второй стимуляции превышает величину таковых в течение первой стимуляции. Физиологической основой двойной стимуляции являются данные о наличии нескольких волн роста фолликулов у человека. Конечно, при этом протоколе необходима сегментация цикла, витрификация всех эмбрионов хорошего качества и их перенос в криопротоколе.

Женщинам старшего возраста со сниженным овариальным резервом яичников и «бедным» ответом в предыдущих попытках лечения E. Koli-bianakis и соавт. (2015) назначали препарат корифоллитропин альфа в дозе 150 мкг и фоллитропин бета в дозе 450 МЕ в день. Не было разницы по числу полученных кумулюс-ооцит-комплексов, хотя количество растущих фолликулов при применении корифоллитропина было большим.

ЭКО в естественном цикле. Осуществляют мониторинг роста фолликула, толщины и структуры эндометрия в спонтанном менструальном цикле. Пунктируют единственный фолликул и получают 1 ооцит. Спонтанный пик ЛГ может быть выявлен с помощью определения ЛГ, эстрадиола в сыворотке крови (двукратно в течение суток с 7-9-го дня менструального цикла), а также посредством менее точных мочевых тестов.

При таком варианте проведения протокола высока вероятность преждевременной овуляции, сложность пункции и возможность ошибки в определении времени выполнения пункции. Недостатком такого подхода является невозможность планирования работы клиники. Сейчас на практике естественный цикл применяется очень редко, чаще - его модифицированный вариант.

Модифицированный естественный цикл. При достижении лидирующим фолликулом диаметра 17 мм и более назначают триггер финального созревания ооцита. Однако нужно помнить о том, что у пациенток старшего репродуктивного возраста и при сниженном овариальном резерве может наблюдаться ускоренный рост фолликулов, а также ранняя лютеинизация. Именно поэтому некоторые авторы научных исследований считают целесообразным более раннее назначение триггера (при диаметре фолликула 16 мм и более) (Wu Y-G. et al., 2015).

Для предотвращения преждевременной овуляции при достижении фолликулом диаметра 14 мм в модифицированном цикле могут быть назначены ежедневные инъекции антагониста ГнРГ. В качестве средства, препятствующего преждевременному пику ЛГ, может быть использован также индометацин (50 мг 3 раза в сутки со дня достижения лидирующего фолликула 14 мм в диаметре до дня пункции).

Частота клинической беременности в естественном или модифицированном естественном циклах, как правило, не превышает 10%.

Использование соматотропного гормона в схемах стимуляции яичников. В последние годы появились данные об использовании в протоколах стимуляции пациенток со сниженным овариальным резервом соматотропного гормона (СТГ) - табл. 7. Применение СТГ основано на том, что данный гормон приводит к увеличению концентрации в фолликулярной жидкости инсулиноподобного фактора роста-1 (ИФР-1), оказывающего позитивное влияние на пролиферацию гранулезных клеток, продукцию ими эстрадиола. В некоторых работах было выявлено снижение уровня ИФР-1 в фолликулярной жидкости пациенток с «бедным» ответом. По данным систематического обзора и метаанализа (Kolibianakis E.M. et al., 2009) добавление СТГ в протоколы стимуляции у пациенток с «бедным» ответом приводит к достоверному увеличению частоты клинической беременности и родов.

В литературе можно найти также упоминание об использовании в протоколах стимуляции яичников пиридостигмина бромида (60 мг 2 раза в сутки со дня назначения ГТ до дня введения триггера), обладающего антихолинэстеразной активностью, усиливающего эффекты ацетилхолина, в том числе в центральной нервной системе (угнетение выработки соматостатина и усиление СТГ). Однако доказательной базы его применения нет.

«Андрогенный прайминг». Снижение ответа яичников на гонадотропную стимуляцию, в том числе у пациенток старшего репродуктивного возраста, возможно, обусловлено снижением продукции андрогенов в тека-клетках яичников. В экспериментальных работах показано, что андрогеновые рецепторы и андрогены имеют особое функциональное значение в фолликулогенезе, первичном рекрутинге фолликулов и их росте, пролиферации клеток гранулезы, ароматазной активности и продукции эстрогенов. В ряде клинических исследований было выявлено, что уровень в крови тестостерона (в пределах нормальных значений) имеет позитивную взаимосвязь с числом полученных ооцитов (Мотовилова Н.О. и др., 2012).

Андрогены обеспечивают своеобразную «подготовку» фолликула к действию ГТ.

В клинической практике существовало два подхода к организации андрогенного прайминга.

По данным метаанализа González-Comadran М. et al. (2012) применение тестостерона перед протоколом приводит к увеличению частоты получения зрелых ооцитов и наступления беременности. По данным Е.В. Крстич и соавт. (2010) в программе ЭКО с использованием стандартного длинного протокола овариальной стимуляции при исходном подтверждении ослабления андрогенсекретирующей функции яичников (концентрация в сыворотке общего тестостерона менее 1 нмоль/л) целесообразно дополнительно назначать тестостеронсодержащий препарат в периоде от начала применения агонистов ГнРГ (с 21-го дня предыдущего цикла) до момента перехода к овариальной стимуляции с помощью ГТ. При этом андрогенсодержащий препарат рекомендуется использовать 1 раз в сутки (по утрам) в дозе 2,5 г геля, содержащего 25 мг тестостерона (1/2 стандартного пакетика, содержащего 5 г геля).

Назначение перед протоколом КОК, эстрогенов, гестагенов. Информация о способе «гомогенизации» пула растущих фолликулов с помощью данных гормональных препаратов приведена выше.

В эмбриологической части протокола у пациенток с «бедным» ответом возможно оплодотворение методом ICSI (IntraCytoplasmic Sperm Injection, интрацитоплазматическая инъекция сперматозоида) либо проведение вспомогательного хетчинга у женщин старшего репродуктивного возраста. Однако данные рекомендации являются весьма индивидуальными.

Создание криобанка эмбрионов у пациенток с «бедным» ответом является достаточно проблематичным из-за высокого процента неэффективной стимуляции, получения эмбрионов низкого качества и др.

Некоторые исследователи предлагают учитывать позиции, которые могут являться основой для индивидуализации лечения пациенток с «бедным» ответом (Poseidon Group, 2016), а именно:

С учетом данных критериев авторами выделены 4 клинические группы пациенток и соответствующие стратегии протокола (оптимальный протокол стимуляции, стартовая доза ГТ, целесообразность использования препаратов с ЛГ-активностью, создание банка эмбрионов и др.) - табл. 8 (Poseidon Group, 2016).

Проблема преодоления бесплодия при наличии предикторов слабого («бедного») ответа на стимуляцию, конечно, еще далека от своего научно-практического решения. Отсутствует, например, «идеальный протокол» стимуляции яичников, четко не обоснованы какие-либо подходы подготовки таких пациенток. Тем не менее представленные выше стратегии могут помочь оптимизировать лечение и его результат.

Пациентке имплантацию можно проводить в краткосрочный отрезок времени, который называют окном имплантации или периодом рецептивности (приблизительно 6-8-й день после пика ЛГ). В нормальных условиях его формирование обеспечивается циклическим действием на эндометрий половых стероидных гормонов (эстрогенов и прогестерона), вызывающих трансформацию эндометрия на тканевом, клеточном, субклеточном и молекулярном уровнях организации.

В течение второй фазы менструального цикла под воздействием прогестерона происходят секреторные изменения эндометрия. Это проявляется усилением секреторной активности эпителиальных клеток и накоплением в них гликогена, расширением просвета желез, разрыхлением и отеком стромы, усилением пролиферации клеток стромы, а также децидуализацией фибробластов стромы. В функциональном слое в этот период появляются извитые спиральные артерии, происходит увеличение содержания ряда иммунокомпетентных клеток. Секреторная трансформация эндометрия сочетается с изменением экспрессии множества молекул, которые принимают участие в имплантации (молекул клеточной адгезии, факторов роста, цитокинов, хемокинов и др.).

Необходимым условием адекватного действия прогестерона является предшествующее влияние на эндометрий эстрогенов в течение первой фазы менструального цикла. Важной функцией эстрадиола выступает стимуляция экспрессии в эндометрии прогестероновых рецепторов (Bulletti C. et al., 2005).

Важной для имплантации также является способность прогестерона снижать сократительную активность миометрия и усиливать в нем интенсивность кровообращения. Это обеспечивается его влиянием на локальный синтез оксида азота (NO) и метаболизм простагландинов. Есть данные о том, что прогестерон активирует NO-cинтазу, меняет экспрессию циклооксигеназы COX-2, простагландин-дегидрогеназы.

Какова минимальная достаточная концентрация прогестерона в середине лютеиновой фазы менструального цикла для адекватных изменений эндометрия? Предполагается, что уровень, соответствующий 10 нг/мл (по некоторым оценкам - более 5 нг/мл), близок к этому параметру.

Наиболее адекватным отражением морфофункциональных изменений эндометрия в клинической практике остается УЗИ с оценкой двух основных характеристик:

Согласно современным данным прогностическая ценность (в отношении наступления беременности) толщины эндометрия не абсолютна. Нет также корреляции между гистологическим строением эндометрия и его толщиной. Однако при толщине эндометрия менее 7 мм отмечается снижение частоты наступления клинической беременности в протоколах ЭКО.

Существует предположение, что при «тонком эндометрии» и недоразвитии функционального слоя имплантация происходит в зоне, строение которой отличается более высокой плотностью сосудистого русла, а следовательно, имплантация должна происходить в условиях повышенного содержания кислорода и его активных форм, что может пагубно повлиять на развитие эмбриона и возможность имплантации.

Структура эндометрия может иметь большее, по сравнению с толщиной, прогностическое значение в плане наступления имплантации. Так, в день введения триггера эндометрий в оптимальном варианте имеет «трехслойный» тип строения (наличие тонкой полоски повышенной эхогенности на границе с миометрием и в центральной зоне М-эхо), а в период переноса эмбрионов - «секреторный» (однородный, повышенной эхогенности) тип строения (рис. 27, 28).

Морфофункциональное состояние эндометрия в циклах стимуляции яичников часто является неадекватным для успешной имплантации и развития эмбриона, имеются нарушения физиологических процессов, характеризующих формирование его рецептивности.

Другой причиной неудач имплантации выступает десинхронизация между восприимчивостью («рецептивностью») эндометрия и «готовностью» бластоцисты к имплантации. Все эти явления описаны в современной научной литературе.

Почему рецептивные свойства эндометрия в протоколах стимуляции яичников часто нарушены?

В естественном цикле овуляцию, заключительное созревание ооцита и начало формирования желтого тела обеспечивает пик ЛГ, то есть резкое возрастание концентрации этого гормона в крови в середине менструального цикла. Этот феномен обусловлен механизмом положительной обратной связи между гипоталамо-гипофизарной системой и яичниками. При этом пик ЛГ характеризуется, в большинстве случаев, 3 фазами общей продолжительностью около 48 ч: фазой подъема концентрации ЛГ в крови (около 14 ч), фазой «плато» (около 14 ч) и периодом снижения содержания ЛГ в крови (около 20 ч) (Hoff J.D. et al., 1983). В последующем в физиологических условиях стероидогенную активность желтого тела обеспечивает постоянная пульсирующая секреция гипофизом ЛГ. В некоторых исследованиях показано, что ЛГ вызывает также непосредственное усиление секреции факторов роста и цитокинов, задействованных в имплантации (СЭФР А, ФРФ-2) (Sugino N. et al., 2000; Wang T.H. et al., 2002; Licht P. et al., 2001), стимулирует синтез рецепторов к ЛГ в эндометрии (Rao C.V., 2001; Tesarik J. et al., 2003).

Существует несколько причин в циклах стимуляции яичников, нарушающих ход физиологических процессов в эндометрии.

1. Недостаточность желтых тел, преждевременный лютеолиз. Это событие связано с двумя основными факторами.

2. Негативное влияние на эндометрий некоторых индукторов овуляции. Речь идет, прежде всего, о кломифене (Кломифена цитрате^♠), который используется в протоколах ЭКО редко и является препаратом первой линии выбора при обычной стимуляции яичников у больных с ановуляторным бесплодием (нормогонадотропной недостаточностью яичников). Антиэстрогенный эффект препарата способствует выбросу ГТ и росту фолликула, но в качестве побочного действия наблюдается недостаточное увеличение толщины эндометрия в течение стимулированного цикла. Кломифена цитрат^♠ может приводить к неблагоприятным морфологическим изменениям в эндометрии (нарушению развития желез эндометрия, формированию пиноподий, экспрессии ряда факторов имплантации и др.). Подобное свойство препарата является одной из основных причин невысокой частоты наступления беременности. При «тонком» эндометрии, обусловленном антиэстрогенным влиянием Кломифена цитрата^♠, на практике используют назначение эстрогенов (обычно не более 4 мг/сут).

3. Влияние основного заболевания. У больных с наружным генитальным эндометриозом, воспалительными заболеваниями органов малого таза (в том числе хроническим эндометритом), миомой матки с деформацией ее полости в эндометрии нарушена экспрессия факторов имплантации. Конечно, до вступления в протокол ЭКО большинство пациенток проходят лечение основного заболевания. Однако в какой степени это оказывает позитивное влияние на рецептивность эндометрия, сейчас достоверно сказать сложно.

4. Преждевременная секреторная трансформация эндометрия, главной причиной которой является повышение уровня прогестерона в крови в конце фолликулярной фазы менструального цикла. Повышение содержания циркулирующего прогестерона в конце стимуляции (в день введения ХГЧ) >1,5 нг/мл приводит к низкой частоте наступления беременности. По данным Л.В. Виноградовой и соавт. (2013), при значениях преовуляторного уровня прогестерона >4,85 нмоль/л целесообразно отказаться от переноса эмбрионов и провести их криоконсервацию. В исследованиях А.И. Меркуловой и соавт. (2014) определено сходное пороговое значение прогестерона (>4,65 нмоль/л). Частота циклов, сопровождаемых предовуляторным повышением концентрации прогестерона, зависит от интенсивности и продолжительности стимуляции яичников. При этом преждевременный подъем уровня прогестерона сопровождается нарушением экспрессии генов, ответственных за имплантацию (HOXA10, рецептора лейкемия-ингибирующего фактора и др.). Возможно, что причиной преждевременного роста концентрации прогестерона является интенсивный стероидогенез (синтез прогестерона), а также мультифолликулярный рост, в яичниках при гонадотропной стимуляции.

Основные направления посттрансферной поддержки. С учетом вышеизложенных позиций основными направлениями гормональной поддержки после переноса эмбрионов являются:

Препараты прогестерона. С целью посттрансферной гормональной поддержки используются следующие препараты прогестерона:

Интравагинальное применение микронизированного прогестерона с целью поддержки лютеиновой фазы цикла (Kрaйнон^♠, Утрожестaн^♠) является наиболее распространенным. Так, при сравнительном анализе частоты использования разных форм прогестерона в 35 странах (51 155 циклов ЭKО) были получены следующие данные: в 65% случаев специалистами применялся микронизированный прогестерон интравагинально в виде геля (35%, Kрaйнон^♠) или капсул (30%, Утрожестaн^♠); в 16% - микронизировaнный прогестерон интравагинально в сочетании с внутримышечными инъекциями (15%) или дидрогестероном (1%) (Vaisbuch E. et al., 2012).

Преимущественное использование в практике микронизированных форм прогестерона обусловлено тем фактом, что этот вариант гормональной поддержки имеет наибольшую доказательную базу. Эффективность применения данных препаратов оценивалась во всех рандомизированных контролируемых исследованиях (РKИ) и метaaнaлизaх. Суточная доза Kрaйнонa^♠ в разных исследованиях составляет 90 мг, Утрожестaнa^♠ - от 400 до 600 мг, реже - 800 мг (без существенной разницы в эффективности).

Результаты исследований, касающихся фармакокинетических особенностей интравагинального и перорального применения микронизированного прогестерона, опубликованы еще в 90-х годах прошлого века и свидетельствуют о преимуществах первого пути (табл. 9). Так, в работе K. Nahoul и соавт. (1993) выявлено, что максимальная концентрация прогестерона в плазме при интравагинальном приеме 100 мг Утрожестана^♠ соответствует 4,7±0,8 нг/мл, тогда как при пероральном - 1,5± ±0,2 нг/мл. Причем время достижения максимальной концентрации составило 2 и 6 ч соответственно. В работе K. Nahoul и соавт. (1993) также показано, что при интравагинальном использовании препарата концентрация прогестерона в плазме крови превышает базальный уровень в течение 48 ч, тогда как при пероральном возвращается к базальному уровню через 6 ч.

Конечно, уровень прогестерона в сыворотке крови при интравагинальном применении препаратов, содержащих микронизированный прогестерон, имеет относительное клиническое значение, поскольку при данном пути введения возникает, прежде всего, эффект «первичного прохождения прогестерона в матку». По данным R.A. Miles и соавт. (1994), несмотря на разницу концентрации прогестерона в крови после интравагинального введения микронизированного прогестерона и внутримышечных инъекций его масляного раствора (см. табл. 9), концентрация прогестерона в эндометрии при вагинальном введении прогестерона была выше, чем при внутримышечном введении (соответственно 1,50±2,6 и 0,30±0,1 нг/мг), а при последующем гистологическом исследовании эндометрия через 7 сут после терапии различия между тем или иным режимом лечения выявлены не были. Действительно, данный эффект сопровождается высокими концентрациями гормона в матке и относительно низкими в периферическом кровотоке.

Однако до сих пор среди практикующих врачей ведется дискуссия о возможности проникновения прогестерона в матку, минуя систему кровообращения и первичный метаболизм в печени. Так ли это удивительно и необычно? Имеются ли особые физиологические механизмы «доставки» прогестерона из влагалища в матку? Что лежит в основе этих механизмов? Затрагивая эту тему, можно упомянуть клинические исследования, касающиеся применения мизопростола, в которых была продемонстрирована его высокая эффективность при вагинальном применении.

Возможны четыре механизма «первичного прохождения прогестерона в матку» при его интравагинальном использовании:

Наличие прямой диффузии прогестерона из влагалища в матку было продемонстрировано в исследовании C. Buletti и соавт. (1997) на экстирпированных матках, подключенных к перфузионной системе без рециркуляции (рис. 30). Суть данного эксперимента сводилась к следующему: производили экстирпацию матки с верхней третью влагалища; затем смесь меченного (³Н-прогестерона) и интактного прогестерона помещали в верхнюю треть влагалища; через 1-2 ч после аппликации стала возможной детекция ³Н-прогестерона в сосудах матки (венах). Максимальная концентрация вещества в матке была установлена через 5 ч от момента аппликации. При этом концентрация прогестерона в матках, экстирпированных во время лютеиновой фазы цикла, была выше таковой, если операция производилась во время пролиферативной фазы.

Принципиальная возможность пассажа некоторых веществ через цервикальный канал в матку показана в исследованиях G. Kunz и соавт. (1996). Так, гель, содержащий меченный технецием ^99mTc сывороточный альбумин, наносили в область цервикального канала в позднюю фолликулярную фазу цикла. Через несколько минут исследователи отмечали перемещение меченых частиц из цервикального канала в полость матки.

Транспорт через венозную и лимфатическую системы осуществляется благодаря всасыванию вещества через слизистую оболочку влагалища. Лимфатические сосуды, начинающиеся от верхней трети влагалища, направляют ток лимфы совместно с лимфатическими сосудами, начинающимися от шейки матки, к подвздошным лимфатическим узлам. Лимфатическая система верхней части влагалища, находясь в непосредственном взаимодействии с лимфатической системой тела матки, может представлять собой возможный путь поступления в матку препаратов, использованных интравагинально. Этот путь транспорта был описан для некоторых стероидных гормонов.

Обмен веществ между интимно расположенными артериями и венами или лимфатическими сосудами с противоположными направлениями потоков является одним из вероятных механизмов поступления прогестерона в матку. Такой обмен возможен при более высокой концентрации прогестерона в лимфатических протоках (или венах) по сравнению с таковой в артериях. Условия для данного вида обмена создают сплетения вен матки и яичников на поверхности яичниковой артерии, маточно-влагалищное венозное сплетение, соприкасающееся с маточными артериями, и переплетение маточной артерии с венами в параметриях. Вследствие этого концентрация прогестерона в артериях, участвующих в таком обмене, будет значительно выше, чем в артериях, кровоснабжающих другие органы. Так, по данным E. Cicinelli и соавт. (1998) концентрация прогестерона в маточной артерии (9,75±3,21 нг/мл) превышала таковую в лучевой артерии (5,12±2,06 нг/мл) через 45 мин после однократного использования прогестерона вагинально.

Особенностью перорального применения препаратов микронизированного прогестерона является его седативный (транквилизирующий) и диуретический эффект. Это обусловлено метаболитами микронизированного прогестерона, идентичными прогестерону натуральному (прегнандиол, прегнанолон, прегнандион, 20-α-дигидропрогестерон, 17-ОН-прогестерон), влияющими на центральную нервную систему и оказывающими антиальдостероновое действие. Доза 200 мг микронизированного прогестерона эквивалентна 25-50 мг спиронолактона.

Дидрогестерон. В последних метаанализах не было выявлено существенной разницы в эффективности использования дидрогестерона и микронизированного прогестерона интравагинально (Van der Linden M. et al., 2011; Barbosa M.W. et al., 2016).

Средняя суточная доза дидрогестерона в РКИ составляла от 20 до 40 мг. Дидрогестерон имеет достаточно высокий аффинитет к прогестероновым рецепторам, а следовательно, и невысокую среднюю дозу, вызывающую секреторную трансформацию эндометрия (табл. 10). Дидрогестерон метаболизируется в печени, его метаболит 20-α-дигидродидрогестерон является биологически активным веществом. Понятно, что при приеме дидрогестерона не может быть изменения уровня прогестерона в сыворотке крови.

В практической работе, по мнению авторов этого издания, надо уйти от использования в данном случае термина «синтетический» прогестерон, поскольку все препараты прогестерона являются результатом производства и синтеза, а также не ограничивать использование дидрогестерона с помощью недостоверной и не подкрепленной наукой и практикой информации о его частых «побочных эффектах». Использование дидрогестерона для поддержки лютеиновой фазы цикла в протоколах ЭКО тем не менее в настоящий момент не включено в перечень показаний к назначению.

Масляный раствор прогестерона для внутримышечного введения обладает высокой биодоступностью, но его применение связано с болевыми ощущениями и риском инфекционных осложнений. Средняя суточная доза этой формы препарата колеблется в исследованиях от 25 до 100 мг без существенной разницы в эффективности (Pritts E. et al., 2002). При внутримышечном введении препарата уровень прогестерона в крови быстро достигает высоких значений.

В большинстве РКИ производилось сравнение эффективности и безопасности интравагинального назначения микронизированного прогестерона, внутримышечных инъекций его масляного раствора и ХГТ.

Преимущества использования прогестерона в качестве посттрансферной поддержки в аспекте эффективности и безопасности лечения методом ЭКО были показаны в нескольких крупных исследованиях. Так, метаанализ S. Soliman и соавт. (1994), включающий 18 РКИ, показал, что назначение препаратов прогестерона и ХГТ после переноса эмбрионов приводит к сопоставимому повышению частоты наступления беременности в протоколах ЭКО (Soliman S. et al., 1994).

В 2002 г. опубликованы результаты второго метаанализа (30 РКИ), в котором было показано, что эффективность протоколов ЭКО при назначении препаратов прогестерона (микронизированного интравагинально, внутримышечных инъекций масляного раствора) и ХГТ является сопоставимой (Pritts E. et al., 2002).

В обзоре 2005 г. (18 РКИ) было установлено, что посттрансферная поддержка с использованием ХГТ, масляного раствора прогестерона и микронизированного прогестерона приводит к повышению эффективности протоколов ЭКО. При этом более высокая частота наступления беременности наблюдалась в протоколах с использованием ХГТ (Nosarka S. et al., 2005).

Практически все исследования показали, что применение ХГЧ приводит к увеличению частоты развития СГЯ (по данным обзора 59 РКИ - в 3 раза) (Daya S. et al., 2004).

В крупном исследовании 2011 г. (69 РКИ, 16 327 пациенток) было показано, что применение прогестерона повышает эффективность протоколов ЭКО, а способ его «доставки» (интравагинальный, пероральный, внутримышечный), тип препарата (микронизированный прогестерон, дидрогестерон, масляный раствор) и добавление эстрогенов не оказывают влияния на данный показатель (Van der Linden M. et al., 2011). Эффективность протоколов оценивалась по частоте наступления беременности, родов, а также частоте самопроизвольных абортов.

В 2015 г. анализ, объединивший 94 РКИ (26 198 пациенток), доказал, что добавление ХГТ для поддержки лютеиновой фазы не увеличивает частоту наступления беременности и родов в сравнении с применением только прогестерона. При этом частота СГЯ при использовании прогестерона была ниже, чем при использовании ХГТ (Van der Linden M. et al., 2015).

В 2015 г. получены данные о сопоставимой эффективности вагинального использования микронизированного прогестерона и дидрогестерона. Это был анализ 8 РКИ. Достоверных различий в частоте наступления беременности (7 РКИ, 3134 пациентки), клинической беременности и частоте невынашивания получено не было (Barbosa M.W. et al., 2016).

Таким образом, прогестерон является наиболее оптимальным в плане безопасности и эффективным средством посттрансферной гормональной поддержки. При этом доказана сопоставимая эффективность трех его вариантов: микронизированного прогестерона для интравагинального применения, масляного раствора для внутримышечных инъекций и дидрогестерона. Выбор определяется такими факторами, как удобство применения, инвазивность и связанные с этим возможные осложнения, стоимость, доступность, положительный опыт использования в прошлом.

Эстрогены. Идеологической основой добавления эстрогенов в посттрансферном периоде служат данные о том, что в желтом теле, наряду с прогестероном, осуществляется синтез эстрадиола и ряда других важных субстанций. При включении эстрогенов в комплексную гормональную поддержку в посттрансферном периоде их суточная доза составляет, по разным данным, от 2 до 6 мг. Однако по данным систематического обзора и метаанализа E.M. Kolibianakis и соавт. (2008), включающего 4 РКИ (2006-2007 гг., 587 пациенток), дополнительное назначение эстрогенов не приводит к повышению эффективности протоколов.

Эстрогены показаны, когда необходима усиленная гормональная поддержка лютеиновой фазы, в частности, при использовании агонистов ГнРГ в качестве триггера (см. далее). По-видимому, точка в этой проблеме еще не поставлена, и потребуются дополнительные исследования для того, чтобы определить другие показания к их назначению.

Хорионический гонадотропин (ХГТ). Потенциальным преимуществом назначения ХГТ в посттрансферном периоде является его стимулирующий эффект на синтез желтыми телами не только прогестерона, но и других биологически активных веществ, необходимых для созревания эндометрия. Обычно для посттрансферной поддержки достаточно введения 1500 МЕ на 4, 8 и 12-й день после введения триггера.

Основным препятствием для широкого использования данного вида поддержки на практике является значительное повышение риска развития СГЯ! Данный вид поддержки может быть применен у пациенток с «бедным» ответом на стимуляцию, при естественном цикле, при мягкой стимуляции.

От ХГЧ нужно отказаться при высокой концентрации эстрадиола в крови в день введения триггера (более 2500-2700 пг/мл), а также при росте более 10 фолликулов.

Рекомбинантный ЛГ. Согласно данным E.G. Papanikolaou и соавт. (2011) с целью посттрансферной поддержки может быть применен рЛГ в дозе 300 МЕ в день пункции фолликулов и далее через день, всего 6 инъекций.

Агонисты ГнРГ. Имеются немногочисленные данные о применении с целью посттрансферной поддержки агонистов ГнРГ. Предполагается, что агонисты ГнРГ, наряду со стимуляцией секреции ЛГ гипофизом, могут непосредственно воздействовать на рецепторы эндометрия (Pirard C. et al., 2006), а также активировать имплантационные свойства трофобласта и эмбриона (Tesarik J. et al., 2004). Экспрессия ГнРГ и рецептора ГнРГ II типа выявлена в эпителии, строме эндометрия, с усилением во вторую фазу цикла, а также в трофобласте.

По данным метаанализа D. Kyrou и соавт. (2011), включающего 6 РКИ, использование агонистов ГнРГ в схемах гормональной поддержки в посттрансферном периоде приводит к повышению частоты родов. A.Z. Isik и соавт. (2009) в протоколах с антагонистами ГнРГ применяли однократное введение лейпролида ацетата 0,5 мг подкожно на 6-е сутки после оплодотворения методом ICSI.

B. Ata и соавт. (2008) и J. Tesarik и соавт. (2006) c этой целью использовали 0,1 мг трипторелина подкожно также на 6-е сутки после оплодотворения. В работах турецких (Itsikoglu M. et al., 2007) и японских авторов (Fujii S. et al., 2001) введение агониста ГнРГ в длинных протоколах продолжалось в течение 12-14 дней после пункции ооцитов.

Положительный опыт применения агонистов ГнРГ в комплексной поддержке лютеиновой фазы в протоколах ЭКО (0,1 мг подкожно на 6-е сутки после оплодотворения) был также отмечен в работе Е.М. Савельевой и соавт. (2016).

Особенности посттрансферной поддержки при использовании агонистов ГнРГ в качестве триггера. В некоторых исследованиях обоснована эффективность интенсивной поддержки, включающей интравагинальное введение микронизированного прогестерона или его внутримышечных инъекций в сочетании с эстрогенами, в том числе с определением уровня прогестерона (не ниже 20 нг/мл) и эстрадиола в крови (не ниже 200 пмоль/л). Использование эстрогенов обосновано тем, что уровень эстрадиола в крови пациенток в протоколах с использованием агонистов ГнРГ ниже, чем при применении ХГТ в среднем на 50%. Такая интенсивная поддержка прогестероном и эстрогенами при смене триггера рекомендована до 6-7-й недели беременности. Кроме этого, у пациенток, которые не имеют высокого риска развития СГЯ, P. Humaidan и соавт. (2009, 2012) предлагали сочетать применение прогестерона и эстрогенов с болюсным введением 1 дозы ХГТ (1500 МЕ в день пункции яичников) или повторным введением небольших доз ХГТ (500 МЕ ХГТ 3 раза на следующий день после пункции и на 4-й и 7-й день после пункции).

Длительность применения прогестерона. К настоящему времени получены очень разные данные об оптимальной длительности применения прогестерона после переноса эмбрионов. По данным E. Vaisbuch и соавт. (2012), в 35 странах (51 155 циклов) в 2/3 случаев поддержка осуществлялась до 10-12 нед беременности, в 22% - до детекции сердцебиения плода, в 12% - до позитивного теста на беременность.

Некоторые авторы придерживаются позиции пролонгированного приема (до конца I триместра беременности); ряд специалистов отменяют прогестерон после позитивного теста на беременность (2 нед после переноса). Обе позиции подкреплены данными о соответствующей эффективности протоколов (частота беременности, родов, частота невынашивания).

Каковы причины разного подхода на практике к длительности применения прогестерона? Прежде чем ответить на данный вопрос, нужно определить понятие посттрансферного периода и его временные рамки. Есть ли вообще такое понятие в репродуктивной медицине?

Авторы данного издания полагают, что посттрансферным периодом логично считать период после переноса эмбрионов до так называемого лютеоплацентарного шифта (6-7 нед беременности), то есть время, когда основным источником синтеза прогестерона являются желтые тела яичников. Хорошо известна работа A.I. Csapo и соавт. (1978), ставшая уже классической, в которой оценивался эффект лютеоэктомии и заместительной терапии прогестероном в ранние сроки беременности.

Более того, только в 5-6 нед беременности наблюдаются интенсивные процессы инвазии трофобласта, приводящие к значительному расширению просвета и вскрытию спиральных артерий, значительному приросту маточно-плацентарного кровотока. После 6-8 нед беременности хорион начинает продуцировать основное количество прогестерона. Именно поэтому гормональная поддержка до этого срока беременности может считаться посттрансферной и целесообразной у всех беременных после протокола ЭКО. В этот период происходит активное формирование плаценты (первая волна инвазии трофобласта, которая продолжается в среднем до 10-12 нед беременности).

Дальнейшее ведение беременности должно определяться индивидуально, с учетом анамнеза, сопутствующих экстрагенитальных заболеваний и осложнений беременности. На практике большинство пациенток имеют ту или иную патологию, многие - симптомы угрожающего (боли внизу живота) или начавшегося самопроизвольного аборта (кровянистые выделения из половых путей или выявление ретрохориальной гематомы при УЗИ).

Низкий уровень прогестерона в течение I триместра беременности (без применения прогестерона) ассоциирован с высоким риском ее прерывания, что показано в некоторых исследованиях. P.C. Arck и соавт. (2008) установили, что уровень прогестерона в сыворотке крови менее 12 нг/мл является пороговым для риска невынашивания беременности. T.R. Yeko и соавт. (1987) определили, что при содержании прогестерона в сыворотке крови менее 15 пг/мл у 17 из 18 беременных имел место самопроизвольный выкидыш. M.I. МсСord и соавт. (1996) при анализе течения беременности у 3674 пациенток выявили, что при уровне прогестерона в крови менее 5 пг/мл частота прерывания достигает 85,5%; при уровне от 5 до 10 пг/мл - 65,8%; при уровне от 10 до 15 пг/мл - 31,1%; при уровне от 15 до 20 пг/мл - 9,8%, при уровне от 20 до 25 пг/мл - 7,7%. Сходные данные были получены при анализе течения беременности после ЭКО. При угрозе прерывания одноплодной беременности после ЭКО уровень прогестерона в сыворотке крови в 1,5- 2 раза был ниже такового у пациенток без этого осложнения (Пайкачева Ю.М., 2000): в 7-12 нед - 29,1±5,6 и 63,4±5,9 нмоль/л; в 13-19 нед - 60,5±5,4 и 97,2±9,6 нмоль/л; 20-28 нед - 97,1±5,0 и 157,7± ±14,8 нмоль/л соответственно.

Скорее всего, причиной невынашивания является не столько сниженный уровень прогестерона, сколько недостаточность функций хориона, в том числе продукции гормонов. Вероятно, снижение концентрации прогестерона является маркером нарушений плацентации. Подтверждением этого предположения служат данные о более низкой концентрации в сыворотке крови эстрадиола, ХГТ у пациенток с самопроизвольным выкидышем, по сравнению с таковой при нормальном течении беременности (Пайкачева Ю.М., 2000).

Возможно, в I триместре беременности после ЭКО имеют место два сопряженных механизма, нарушающих физиологическое течение гестационных процессов:

В большинстве случаев назначение поддерживающей гормональной терапии бывает полезным в течение I триместра беременности, часто - в течение всей первой ее половины, в ряде случаев (наличие факторов риска преждевременных родов; укорочение шейки матки в 18-20 нед беременности менее 25 мм) - до 34 нед беременности. Морфофункциональное становление плаценты продолжается всю первую половину беременности. Так, только в 17-20 нед гестации наблюдается вторая волна инвазии цитотрофобласта в миометральные сегменты спиральных артерий, что приводит к расширению их просвета, закономерному приросту объема маточно-плацентарного кровотока, интенсивному прибавлению массы плода и его основных органов (Гармашева Н.Л. и др., 1985; Милованов А.П., 1999). Таким образом, препарат выбора для поддержки лютеиновой фазы можно охарактеризовать наличием двух основных свойств - удобство для пациентки и максимальное снижение инвазивной нагрузки. На современном этапе эффективность прогестеронов доказана и на первый план выходит удобство применения (такое как вагинальный путь введения и применение один раз в день).

В настоящем руководстве мы осветили только небольшую, но, безусловно, важную часть протокола экстракорпорального оплодотворения. Это касается базовых аспектов протоколов стимуляции яичников с применением гонадотропинов и аналогов гонадотропин-рилизинг-гормона, порядка выбора препарата для стимуляции яичников, его стартовой дозы, задач ультразвукового мониторинга, а также сведений о стратегиях при прогнозировании «бедного» ответа яичников на стимуляцию. Практически каждый день наука и практика вносят свои коррективы в эти проблемы. Со всем этим можно познакомиться на страницах ведущих мировых и отечественных периодических изданий. Неоценимую роль играет, конечно, и собственный практический опыт врача. Знание современных достижений фундаментальных и клинических исследований в области репродуктивной медицины и ежедневная работа с пациентами обязательно приведут к желаемому результату!

Виноградова Л.В., Мишиева Н.Г., Сорвачева М.В., Абубакиров А.Н. Влияние преждевременной лютеинизации фолликулов на исходы программ ВРТ в циклах с антагонистами гонадотропин-рилизинг гормона // Акушерство и гинекология. 2013. № 3. С. 21-25.

Гармашева Н.Л., Константинова Н.Н. Патофизиологические основы охраны внутриутробного развития человека. Л. : Медицина, 1985. 158 с.

Дыбан А.П., Баранов В.С. Оогенез млекопитающих / Современные проблемы оогенеза. М. : Наука, 1977. С. 200-233.

Крстич Е.В., Краснопольская К.В., Кабанова Д.И. Новые подходы к повышению эффективности ЭКО у женщин старшего репродуктивного возраста // Акушерство и гинекология. 2010. № 2. С. 48-53.

Мамедова Н.Р., Назаренко Т.А., Mонахова И.В. Препараты, содержащие лютеинизирующий гормон, в программах ВРТ (обзор литературы) // Проблемы репродукции. 2011. № 3. С. 50-55.

Меркулова А.И., Ниаури Д.А., Гзгзян А.М. и др. Повышенный уровень прогестерона в день введения триггера овуляции как предиктор неудачи имплантации в цикле ЭКО // Doctor.Ru. 2014. № 8 (96). С. 24-30.

Милованов А.П. Патология системы мать-плацента-плод. М. : Медицина, 1999. 445 с.

Мотовилова Н.О., Коган И.Ю., Тотолян Арег А. Секреция колониестимулирующих факторов в яичниках у больных с бесплодием в циклах ЭКО // Журнал акушерства и женских болезней. 2012. Вып. 3. С. 35-40.

Пайкачева Ю.М. Профилактика и лечение невынашивания беременности у женщин после ЭКО : автореф. дис. …​ канд. мед. наук. СПб., 2000. 23 с.

Савельева Е.М., Перминова С.Г., Демура Т.А., Стрельченко Д.А. Влияние поддержки лютеиновой фазы агонистом гонадотропин-рилизинг гормона на рецептивность эндометрия и исходы программы экстракорпорального оплодотворения // Гинекология. 2016. № 3. С. 48-53.

Al-Inany H.G., Youssef M.A., Aboulghar M. et al. Gonadotrophin-releasing hormone antagonists for assisted reproductive technology // Cochrane Database Syst. Rev. 2011. N 5. CD001750.

Altmae S. et al. Genetic predictors of controlled ovarian hyperstimulation: where do we stand today? // Hum. Reprod. Update. 2011. Vol. 17, N 6. P. 813-828.

Alviggi C., Clarizia R., Pettersson K. et al. Suboptimal response to GnRHa long protocol is associated with a common LH polymorphism // Reprod. Biomed. Online. 2009. Vol. 18, N 1. P. 9-14.

Archer D.F., Fahy G.E., Viniegra-Sibal A. et al. Initial and steady-state pharmacokinetics of a vaginally administered formulation of progesterone // Am J. Obstet. Gynecol. 1995. N 173. P. 471-477.

Arck P.C., Rucke M., Rose M. et al. Early risk factors for miscarriage: A prospective cohort study in pregnant women // Reprod. Biomed. Online. 2008. N 17. P. 101-113.

Ata B., Kaplan B., Danzer H. et al. Array CGH analysis shows that aneuploidy is not related to the number of embryos generated // Reprod. Biomed. Online. 2012. N 24. P. 614-620.

Ata B., Yakin K., Balaban B., Urman B. GnRH agonist protocol аdministration in the luteal phase in ICSI-ET cycles stimulated with the long GnRH agonist protocol: a randomized, controlled double blind study // Hum. Rep-rod. 2008. N 23. P. 668-673.

Barad D., Brill H., Gleicher N. Update on the use of dehydroepiandrosterone supplementation among women with diminished ovarian function // J. Assist. Reprod. Genet. 2007. N 24. P. 629-634.

Barbosa M.W., Silva L.R., Navarro P.A. et al. Dyd-rogesterone vs progesterone for luteal-phase support: systematic review and meta-analysis of randomized controlled trials // Ultrasound Obstet. Gynecol. 2016. N 48(2). P. 161-170.

Bergh C., Hillensjo T., Wikland M. et al. Adjuvant growth hormone treatment during in vitro fertilization: a randomized, placebo-controlled study // Fertil. Steril. 1994. N 62. P. 113-120.

Bosch E., Labarta E., Crespo J. et al. Impact of luteinizing hormone administration on gonadotropin-releasing hormone antagonist cycles: an age-adjusted analysis // Fertil. Steril. 2011. N 95. P. 1031-1036.

Bosch E. Comment on "Recombinant LH supplementation to a standard GnRH antagonist protocol in women of 35 years old or older undergoing IVF/ICSI: a randomized controlled multicentre study' // Human Reproduction. 2014. Vol. 29, N 3. P. 636-637.

Bulletti C., de Ziegler D. Uterine contractility and embryo implantation // Curr. Opin. Obstet. Gynecol. 2005. N 17 (3). P. 265-276.

Bulletti C., de Ziegler D., Flamigni C. Targeted drug delivery in gynaecology: the first uterine pass effect // Hum. Reprod. 1997. N 12. P. 1073-1079.

Cicinelli E., Cignarelli M., Sabatelli S. Plasma concentrations of progesterone arehigher in the uterine artery than in radial artery after vaginal administration of micronized progesterone in an oil-based solution to postmenopausal women // Fertil. Steril. 1998. N 69. P. 471-473.

Cicinelli E., Fanelli F., Ragno G. et al. Progesterone administration by nasal spray // Fertil. Steril. 1991. N 56. P. 139-141.

Cohen P.E., Holloway J.K. Predicting gene networks in human oocyte meiosis // Biol. Reprod. 2010. N 82 (3). P. 469-472.

Csapo A.I., Pulkkinen M. Indispensability of the human corpus luteum in the maintenance of early pregnancy: Lutectomy evidence // Obstet. Gynecol. Surv. 1978. N 3. P. 69-81.

Daya S., Gunby J. Luteal phase support in assisted reproduction cycles // Cochrane Database Syst. Rev. 2004. N 3. CD004830.

Devroey P., Palermo G., Bourgain C. et al. Progesterone administration in patients with absent ovaries // Int. J. Fertil. 1989. N 34. P. 188-193.

Dor J., Seidman D.S., Amudai E. et al. Adjuvant growth hormone therapy in poor responders to in-vitro fertilization: a prospective randomized placebo-controlled double-blind study // Hum. Reprod. 1995. N 10. P. 40-43.

Edson M.A., Nagaraja A.K., Matzuk M.M. The mammalian ovary from genesis to revelation // Endocr. Rev. 2009. N 30. P. 624-712.

Emori C., Sugiura K. Role of oocyte-derived paracrine factors in follicular development // Anim. Sci. J. 2014. N 85. P. 627-633.

Fanchin R., de Ziegler D., Bergeron C. et al. Transvaginal administration of progesterone: Dose-response data support a first uterine pass effect // Obstet. Gynecol. 1997. N 90. P. 396-401.

Fatemi H.M. The luteal phase after 3 decades of IVF: what do we know? // Reprod. Biomed. Online. 2009. N 19, suppl. 4. P. 1-13.

Fauser B.C., Devroey P. Trends Reproductive biology and IVF: ovarian stimulation and luteal phase consequences // Endocrinol. Metab. 2003. N 14 (5). P. 236-242.

Ferraretti A.P., La Marca A., Fauser B.C.J.M. et al. ESHRE consensus on the definition of ?poor response? to ovarian stimulation for in vitro fertilization: the Bologna criteria on behalf of the ESHRE working group on poor ovarian response definition // Hum. Reprod. 2011. N 26 (7). P. 1616-1624.

Fujii S., Sato S., Fukui A. et al. Continuous administration of gonadotrophin-releasing hormone agonist during the luteal phase in IVF // Hum. Reprod. 2001. N 16. 1671-1675.

Gonen Y., Jacobsen W., Casper R. Gonadotropin suppression with oral contraceptives before in vitro fertilization // Fertil. Steril. 1990. N 53. P. 282-287.

González-Comadran M., Durán M., Sola I. et al. Effects of transdermal testosterone in poor responders undergoing IVF: systematic review and meta-analysis // Reprod. Biomed. Online. 2012. N 25 (5). P. 450-459.

Gougeon A. Regulation of ovarian follicular development in primates: facts and hypotheses // Endocr. Rev. 1996. N 17. P. 121-155.

Gupta S.K., Bansal P., Ganguly A. et al. Human zona pel-lucida glycoproteins: functional relevance during fertilization // J. Reprod. Immunol. 2009. N 83. P. 50-55.

Hoff J.D., Quigley M.E., Yen S.S. Hormonal dynamics at midcycle: a reevaluation // J. Clin. Endocrinol. Metab. 1983. N 57. P. 792-796.

Huirne J.A., Homburg R., Lambalk C.B. Are GnRH antagonists comparable to agonists for use in IVF? // Hum. Reprod. 2007. N 22. P. 2805-2813.

Humaidan P. Agonist trigger: what is the best approach? Agonist trigger and low dose hCG // Fertil. Steril. 2012. N 97 (3). P. 529-530.

Humaidan P. Luteal phase rescue in high-risk OHSS patients by GnRHa triggering in combination with low-dose HCG: a pilot study // Reprod. Biomed. Online. 2009. N 18 (5). P. 630-634.

Isik A.Z., Caglar G.S., Sozen E. et al. Single-dose GnRH agonist administration in the luteal phase of GnRH antagonist cycles: a prospective randomized study // Reprod. Biomed. Online. 2009. N 19. P. 472-477.

Isikoglu M., Ozgur K., Oehninger S. Extension of GnRH agonist through the luteal phase to improve the outcome of intracytoplasmic sperm injection // J. Reprod. Med. 2007. N 52. P. 639-644.

Itskovitz J., Boldes R., Levron J. et al. Induction of pre-ovulatory luteinizing hormone surge and prevention of ovarian hyperstimulation syndrome by gonadotropin-releasing hormone agonist // Fertil. Steril. 1991. N 56. P. 213-220.

Josso N., Belville C., di Clemente N., Picard J.Y. AMH and AMH receptor defects in persistent Müllerian duct syndrome // Hum. Reprod. Update. 2005. N 11 (4). P. 351-356.

Kim C.H., Howles C.M., Lee H.A. The effect of transdermal testosterone gel retreatment on controlled ovarian stimulation and IVF outcome in low responders // Fertil. Steril. 2011. N 95. P. 679-683.

Knight P.G., Glister C. TGF-beta superfamily members and ovarian follicle development // Reproduction. 2006. N 132. P. 191-206.

Kolibianakis E.M., Papanikolaou E.G., Camus M. et al. Oral contraceptive pill pretreament on ongoing pregnancy rates in patients stimulated with GnRH antagonists and recom-binant FSH for IVF. A randomized controlled trial // Hum. Reprod. 2006. N 21. 352-357.

Kolibianakis E., Venetis C., Bosdou J. et al. Corifollitropin alfa compared with follitropin beta in poor responders undergoing ICSI: a randomized controlled trial // Hum, Reprod. 2015. N 30. P 432-440. doi: 10.1093/humrep/deu301.

Kolibianakis E.M., Venetis C.A., Diedrich K. at al. Griesinger Addition of growth hormone to gonadotrophins in ovarian stimulation of poor responders treated by in-vitro fertilization: a systematic review and meta-analysis // Human Reproduction Update. 2009. Vol. 15. N. 6. P. 613-622.

Kolibianakis E.M., Venetis C.A., Papanikolaou E.G. et al. Estrogen addition to progesterone for luteal phase support in cycles stimulated with GnRH analogues and gonadotro-phins for IVF: a systematic review and meta-analysis // Hum. Reprod. 2008. N 23 (6). P. 1346-1354.

Kowalik A., Barmat L., Damario M. et al. Ovarian estra-diol production in vivo. Inhibitory effect of leuprolide acetate // J. Reprod. Med. 1998. N 43. P. 413-417.

Kucuk T., Kozinoglu H., Kaba A. Growth hormone co-treatment within a GnRH agonist long protocol in patients with poor ovarian response: a prospective, randomized, clinical trial // J. Assist. Reprod. Genet. 2008. N 25. P. 123-127.

Kunz G., Beil D., Deininger H. The dynamics of rapid sperm transport through the female genital tract: evidence from vaginal sonography of uterine peristalsis and hyste-rosalpingoscintigraphy // Hum. Reprod. 1996. N 11 (3). P. 627-632.

Kyrou D., Kolibianakis E., Fatemi H. et al. Increased live birth rates with GnRH agonist addition for luteal support in ICSI/IVF cycles: a systematic review and meta-analysis // Hum. Reprod. Update. 2011. N 17. P. 734-740.

La Marca A., Grisendi V., Giulini S. et al. Individualiza-tion of the FSH starting dose in IVF ICSI cycles using the antral follicle count // J. Ovarian Research. 2013. N 6. P. 11-18.

Latouche J., Crumeyrolle-Arias M., Jordan D. et al. GnRH receptors in human granulosa cells. Anatomical localization and characterization by autoradiographic study // Endocrinology. 1989. N 125. P. 1739-1741.

Lehert P., Kolibianakis E.M., Venetis C.A. et al. Recombi-nant human follicle-stimulating hormone (r-hFSH) plus recombinant luteinizing hormone versus r-hFSH alone for ovarian stimulation during assisted reproductive technology: systematic review and meta-analysis // Reprod. Biol. Endocrinol. 2014. N 12. P. 17.

Licht P., Russu V., Wildt L. On the role of human chori-onic gonadotropin (hCG) in the embryo-endometrial microenvironment: implications for differentiation and implantation // Semin. Reprod. Med. 2001. N 19. P. 37-47.

Massin N., Cedrin-Durnerin I., Coussieu C. et al. Effects of transdermal testosterone application on the ovarian response to FSH in poor responders undergoing assisted reproduction technique-a prospective, randomized, doubleblind study // Hum. Reprod. 2006. N 21. P. 1204-1211.

McCord M.I., Muram D., Buster J.E. et al. Single serum progesterone as a screen for ectopic pregnancy: Exchanging specificity and sensitivity to obtain optain optimal test performance // Fertil. Steril. 1996. N 66. P. 513-516.

McNatty K.P., Smith D.M., Makris A. et al. The microenvironment of the human antral follicle: interrelationships among the steroid levels in antral fluid, the population of granulosa cells, and the status of the oocyte in vivo and in vitro // J. Clin. Endocrinol. Metab. 1979. N 49. P. 851-860.

Miles R.A., Paulson R.J., Lobo R.A. et al. Pharmacokinet-ics and endometrial tissue levels of progesterone after administration by intramuscular and vaginal routes: a comparative study // Fertil. Steril. 1994. N 62 (3). P. 485-490.

Moron F.J., Ruiz A. Pharmacogenetics of controlled ovarian hyperstimulation: time to corroborate the clinical utility of FSH receptor genetic markers // Pharmacogenomics. 2010. N 11. P. 1613-1618.

Nahoul K., Dehennin, L., Scholler R. Radioimmunoassay of plasma progesterone after oral administration of mic-ronized progesterone // J. Steroid Biochem. 1993. N 26. P. 241-249.

Norman T.R., Morse C.A., Dennerstein L. Comparative bioavailability of orally and vaginally administered progesterone // Fertil. Steril. 1991. N 56. P. 1034-1039.

Nosarka S., Kruger T., Siebert I., Grove D. Luteal phase support in in vitro fertilization: meta-analysis of randomized trials // Gynecol. Obstet. Invest. 2005. N 60. P. 67-74.

Obruca A., Schenk M., Tews G. et al. The corifollitropin alfa ENSURE study group. Corifollitropin alfa for ovarian stimulation in IVF: a randomized trial in lower body-weight women //Reprod. BioMed. Online. 2010. doi: 10.1016/j.rbmo.2010.03.019.

Oktay K., Türkçüoğlu I., Rodriguez-Wallberg K.A. GnRH agonist trigger for women with breast cancer undergoing fertility preservation by aromatase inhibitor/FSH stimulation // Reprod. Biomed. Online. 2010. N 20 (6). P. 783-788.

Ottolini C.S., Newnham L.J., Capalbo A. et al. Genome-wide maps of recombination and chromosome segregation in human oocytes and embryos show selection for maternal recombination rates // Nat. Genet. 2015. N 47. P. 727-735.

Owen E.J., Shoham Z., Mason B.A. et al. Cotreatment with growth hormone, after pituitary suppression, for ovarian stimulation in in vitro fertilization: a randomized, doubleblind, placebo-control trial // Fertil. Steril. 1991. N 56. P. 1104-1110.

Pangas S.A., Rajkovic A. Transcriptional regulation of early oogenesis: in search of masters // Hum. Reprod. Update. 2006. N 12 (1). P. 65-76.

Papanikolaou E.G., Verpoest W., Fatemi H. et al. A novel method of luteal supplementation with recombi-nant luteinizing hormone when a gonadotropin-releasing

hormone agonist is used instead of human chorionic go-nadotropin for ovulation triggering: a randomized prospective proof of concept study // Fertil. Steril. 2011. N 95 (3). P. 1174-1177.

Pedersen T., Peters H. Proposal for a classification of oo-cytes and follicles in the mouse ovary // J. Reprod. Fertil. 1968. N 17. P. 555-557.

Pepling M.E. Follicular assembly: mechanisms of action // Reproduction. 2012. N 143(2). P. 139-149.

Pirard C., Donnez J., Loumaye E. GnRH agonist as luteal phase support in assisted reproduction technique cycles: results of a pilot study // Hum. Reprod. 2006. N 21. P. 1894-1900.

Poseidon Group, Alviggi C., Andersen C.Y. et al. A new more detailed stratification of low responders to ovarian stimulation: from a poor ovarian response to a low prognosis concept // Fertil. Steril. 2016. N 105 (6). P. 1452.

Pouwer A.W., Farquhar C., Kremer J.A.M. Long-acting FSH versus daily FSH for women undergoing assisted reproduction // Cochrane Database of Syst. Rev. 2015. Issue 7. doi:10.1002/14651858. CD009577. pub3.

Pritts E., Atwood A.K. Luteal phase support in infertility treatment: a meta-analysis of the randomized trials // Hum. Reprod. 2002. N 17. P. 2287-2299.

Prizant H., Gleicher N., Sen A. Androgen action in the ovary: balance is key // J. Endocrinol. 2014. N 222. P. R141- R151.

Rao C.V. Multiple novel roles of luteinizing hormone // Fertil. Steril. 2001. N 76. P. 1097-1100.

Simon J.A., Robinson D.E., Andrews M.C. et al. The absorption of oral micronized progesterone: the effect of food, dose proportionality, and comparison with intramuscular progesterone // Fertil. Steril. 1993. N 60. P. 26-33.

Smitz J., Erard P., Camus M. Pituitary gonadotrophin secretory capacity during the luteal phase in superovulation using GnRH-agonists and HMG in a desensitization or flare-up protocol // Hum. Reprod. 1992. N 7. P. 1225-1229.

Smulders B., van Oirschot S.M., Farquhar C. et al. Oral contraceptive pill, progestogen or estrogen pre-treatment for ovarian stimulation protocols for women undergoing assisted reproductive techniques // Cochrane Database of Syst. Rev. 2010. N 1. CD006109.

Soliman S., Daya S., Collins J., Hughes E.G. The role of luteal phase support in infertility treatment: a meta-analysis of randomized trials // Fertil. Steril. 1994. N 61. P. 1068-1076.

Sugino N., Kashida S., Takiguchi S. et al. Expression of vascular endothelial growth factor and its receptors in the human corpus luteum during the menstrual cycle and in early pregnancy // Clin. Endocrinol. Metab. 2000. N 85 (10). P. 3919-3924.

Suikkari A., MacLachlan V., Koistinen R. et al. Doubleblind placebo controlled study: human biosynthetic growth hormone for assisted reproductive technology // Fertil. Steril. 1996. N 65. P. 800-805.

Sunkara S.K., Coomarasamy A. Androgen pre-treatment in poor responders undergoing controlled ovarian stimulation and IVF treatment // Fertil. Steril. 2011. N 95. P. 73-74.

Sunkara S.K., Pundir J., Khalaf Y. Effect of androgen supplementation or modulation on ovarian stimulation outcome in poor responders: a meta-analysis // Reprod. Biomed. Online. 2011. N 22. P. 545-555.

Sunkara S.K., Rittenberg V., Raine-Fenning N. et al. Association between the number of eggs and live birth in IVF treatment: an analysis of 400 135 treatment cycles // Hum. Reprod. 2011. N 26 (7). P. 1768-1774.

Tarlatzis B.C., Griesinger G., Leader A. et al. Comparative incidence of ovarian hyperstimulation syndrome following ovarian stimulation with corifollitropin alfa or recombinant FSH // Reprod. Biomed. Online. 2012. N 24 (4). P. 410-419. http://dx.doi.org/10.1016/j.rbmo.2012.01.005.

Tavaniotou A., Devroey P. Reprod Luteal hormonal profile of oocyte donors stimulated with a GnRH antagonist compared with natural cycles // Reprod. Biomed. Online. 2006. N 13 (3). P. 326-330.

Tavaniotou A., Smitz J., Bourgain C., Devroey P. Ann Ovulation induction disrupts luteal phase function // N. Y. Acad. Sci. 2001. Sep. N 943. P. 55-63.

Teramoto S., Kato O. Minimal ovarian stimulation with clomiphene citrate: a large-scale retrospective study // Reprod. Biomed. Online. 2007. N 15 (2). P. 134-148.

Tesarik J., Hazout A., Mendoza C. Enhancement of embryo developmental potential by a single administration of GnRH agonist at the time of implantation // Hum. Reprod. 2004. N 19. P. 1176-1180.

Tesarik J., Hazout A., Mendoza C. Luteinizing hormone affects uterine receptivity independently of ovarian function // Reprod. Biomed. Online. 2003. N 7. P. 59-64.

Tesarik J., Hazout A., Mendoza-Tesarik R. et al. Beneficial effect of luteal-phase GnRH agonist administration on embryo implantation after ICSI in both GnRH agonistand antagonist-treated ovarian stimulation cycles // Hum. Re-prod. 2006. N 21. P. 2572-2579.

Ubaldi F.M. et al. Follicular versus luteal phase ovarian stimulation during the same menstrual cycle (DuoStim) in a reduced ovarian reserve population results in a similar euploid blastocyst formation rate: new insight in ovarian reserve exploitation // Fertil. Steril. 2016. Vol. 105, N 6. P. 1488-1495.

Vaisbuch E., Leong M., Shoham Z. Progesterone support in IVF: is evidence-based medicine translated to clinical practice? // Reprod. Biomed. Online. 2012. N 25 (2). P. 139-145.

Van der Linden M., Buckingham K., Farquhar C. et al. Luteal phase support for assisted reproduction cycles // Cochrane Database Syst. Rev. 2011. N 5 (10). CD009154.

Van der Linden M., Buckingham K., Farquhar C. et al. Luteal phase support for assisted reproduction cycles // Cochrane Database Syst. Rev. 2015. N 7. CD009154.

Wang T.H., Horng S.G., Chang C.L. et al. Human chori-onic gonadotropin-induced ovarian hyperstimulation syndrome is associated with up-regulation of vascular endo-thelial growth factor // J. Clin. Endocrinol. Metab. 2002. N 87. P. 3300-3308.

Weghofer A., Dietrich W., Barad D.H., Gleicher N. Live birth chances in women with extremely low-serum anti-Mullerian hormone levels // Hum. Reprod. 2011. N 26. P. 1905-1909.

Wiser A., Gonen O., Ghetler Y. et al. Addition of dehydro-epiandrosterone (DHEA) for poor-responder patients before and during IVF treatment improves the pregnancy rate: a randomized prospective study // Hum. Reprod. 2010. N 10. P. 2496-2500.

Wu Y-G., Barad D.H., Kushnir V.A. et al. Aging-related premature luteinization of granulosa cells is avoided by early oocyte retrieval // J. Endocrinol. 2015. N 226. P. 167-180.

Yeko T.R., Gorrill M.J., Hughes L.H. et al. Timely diagnosis of early ectopic pregnancy using a single blood progesterone measurement // Fertil. Steril. 1987. N 48. P. 1048-1050.

Young J.M., McNeilly A.S. Theca: the forgotten cell of the ovarian follicle // Reproduction. 2010. N 140. P. 489-504.

Zhuang G.L., Wong S.X., Zhou C.Q. The effect of co-administration of low dosage growth hormone and gonadotropin for ovarian hyperstimulation in vitro fertilization and embryo transfer // Zhonghua Fu Chan Ke Za Zhi. 1994. N 29. P. 471-474.